Электрофорез разделение белков

Так, метод электрофореза позволил установить, что многие белки, рассматривавшиеся ранее как гомогенные, являются смесями. Этим методом казеин был разделен на три белка из сыворотки крови был выделен белок глобулин, применяющийся как средство против кори, коклюша и дифтерита. [c.698]

Электрофорез широко применяется для разделения смесей белков и их детального анализа. О природе диссоциирующих функциональных групп позволяет судить электрометрическое титрование белковых растворов. Во время электрофореза белки движутся в кислых растворах к катоду, а в щелочных — к аноду. Существует, однако, для каждого из них такое значение pH, при котором никакого движения не происходит. Его называют изо-электрической точкой. Белок при изоэлектрическом состоянии содержит положительно и отрицательно заряженные группы в одинаковом количестве. Его суммарный свободный заряд равен нулю. Обычно считают, что в изоэлектрической точке белки являются многовалентными цвиттерионами и содержат большое количество анионных и катионных групп, заряды которых как бы уравновешивают друг друга. Белки обладают дипольным моментом, который в растворах выражается величиной от 100 до 1000 ед. Дебая. Диэлектрическая проницаемость белковых растворов всегда выше, чем растворителей. [c.29]

На конечных стадиях очистки ферментов часто используется электрофорез. Это — физический метод, в основе которого лежит различная скорость движения отдельных белков в электрическом поле, определяемая величиной свободного заряда их молекул. Так как количественные соотношения положительно и отрицательно заряженных групп в белках неодинаковы, то различия в их свободном (суммарном) заряде могут служить основой для электрофоретического разделения белковых смесей. Когда белок находится в изоэлектрическом состоянии, т. е. его суммарный отрицательный заряд равен положительному, то в электрическом поле он неподвижен. При различных pH среды он может двигаться либо к аноду, либо к катоду, причем с неодинаковой скоростью. [c.154]

Методы разделения смесей веществ представляют ценность не только как начальная ступень практически любого эксперимента в области исследования биополимеров, так как выделенный и очищенный белок или нуклеиновая кислота претерпевают с течением времени изменения как в растворе, так и в кристаллическом виде или в виде осадка, но и как методы непосредственного изучения свойств биополимеров. Изучение электрохимических свойств белков, нуклеиновых кислот, нуклеотидов, полипептидов методами электрофореза и сорбции, изучение их морфологии методами сорбции и хроматографии представляет собой столь же важную область применения этих методов, как и наиболее до настоящего времени распространенное их приложение для фракционирования и анализа смеси веществ. [c.9]

Адсорбция на носителе. При работе с пористым носителем поверхность раздела фаз очень велика и даже сравнительно слабая адсорбция может привести к полной неудаче при электрофоретическом разделении. Причины адсорбции не всегда достаточно ясны. По-видимому, силы неэлектростатического происхождения играют большую роль по отношению к белкам, чем к малым ионам. Адсорбция последних (пептидов, аминокислот и т. д.) связана с наличием ионизованных групп на поверхности носителя. Установлено, что в целлюлозе и крахмале, например, имеется значительное количество карбоксильных групп. Так как эти группы заряжены отрицательно, опасность адсорбции относительно мала для отрицательных ионов, но велика для положительных. Делались попытки уменьшить заряд бумаги этерифи-кацией карбоксилов диазометаном. С белками рекомендуется работать при pH выше их изоточки, тогда электростатическое отталкивание препятствует адсорбции. Этот эффект можно усилить, используя ионообменную бумагу, в которой с поверхностью целлюлозных волокон химически связано значительное число ионизированных групп с зарядом, противоположным заряду исследуемого иона. Для уменьшения адсорбции белков применялись также детергенты иногда помогает предварительная обработка носителя раствором исследуемого белка. Хотя в некоторых случаях эти меры приносят желаемый эффект, адсорбция часто (для белков — почти всегда) наблюдается в той или иной степени при электрофорезе на твердом носителе. Обратимая адсорбция проявляется в уменьшении скорости движения и в образовании хвостов у движущихся зон, что ухудшает разделение и затрудняет количественный анализ. Необратимая адсорбция приводит к тому, что на всем пути зоны остается равномерный след — адсорбированный белок, а количество вещества в зоне постепенно уменьшается. Если это количество мало, зона может вообще исчезнуть по дороге. Иногда адсорбция сопровождается денатурацией белка, частичной или полной потерей его биологической активности. [c.81]

Поскольку перед разделением белковая смесь находится только в нижней и средней секциях одного отделения кюветы, то при электрофорезе происходит нисходящее перемещение границы раздела белок—растворитель в одном и восходящее перемещение в другом колене кюветы. [c.167]

В сравнении с хроматографическими методами все другие способы очистки белков за последние годы начинают несколько отступать на задний план. Все же следует упомянуть здесь о препаративном электрофорезе, который применяется довольно широко в разных исполнениях. Для фракционирования малых весовых количеств белков разделение смеси белков на зоны ведут в том или ином стабилизирующем наполнителе для ликвидации конвекционного перемешивания. Пригодными наполнителями являются волокна целлюлозы, в частности бумага. Бумажный электрофорез белков похож на разделение аминокислот и пептидов на бумаге, о чем мы уже говорили выше. Другой широко употребительной средой является гель крахмала, который разрезается на кусочки после завершения электрофореза, и из каждого куска элюируется содержащийся в нем белок. [c.131]

При электрофорезе в полиакриламидном геле заряд белков не играет решающей роли в определении подвижности данной макромолекулы — особенно при электрофоретическом разделении кислых белков, обычно диспергированных в 0,1%-ном растворе додецилсульфата натрия. В этих условиях основные группы белка образуют комплексы с додецилсульфатом натрия и благодаря этому белки, подобно нуклеиновым кислотам, ведут себя главным образом как полианионы. Разделение в этом случае происходит в основном за счет различий в молекулярных весах, причем более мелкие компоненты движутся впереди более крупных. Путем стандартизации таких гелей с помощью белков или нуклеиновых кислот известного молекулярного веса можно с достаточной точностью определить молекулярный вес неизвестных компонентов [435]. Следует особо отметить, что если исследуемый белок состоит из двух или большего числа цепей, связанных друг с другом дисульфидными связями, и если разделение при этом проводят, как обычно, в присутствии сильных денатурирующих и восстанавливающих агентов, то полученные данные относятся к молекулярным весам структурных субъединиц или даже пептидных цепей. [c.62]

Разделение при гель-электрофорезе происходит как по зарядам, так и по размерам молекул. Гель можно приготовить таким образом, чтобы он имел размеры пор, подходящие для данной группы разделяемых белков. Важнейшее преимущество гелей— это их стабилизирующее действие, проявляющееся в снижении до минимума конвекционной и диффузионной подвижности белков. Поэтому белковая полоса остается узкой все время, пока белок движется через гель, и это приводит к тому, что до- [c.216]

Для успешного электрофореза необходим канал , в котором происходит разделение. Он может представлять собой колонку (вертикальную), плоскую ванну или прямоугольный блок (горизонтальный), в которых движутся белки. Связь обоих концов этого канала с электродами осуществляется через большие резервуары с буфером. Необходима также система охлаждения, чтобы поддерживать постоянной температуру канала . Из-за того что в свободном растворе трудно поддерживать устойчивую границу, буфер в этом канале может быть смешан с инертным порошком или материалом в виде гранул, что позволяет снизить до минимума как гравитационную, так и диффузионную нестабильность. Простейшая система представляет собой горизонтальный блок. Сухой порошок крахмала, сефадекс 0-25 (не удерживающий белок) или порошок любого другого полимерного материала смешивают с буфером так, чтобы образовалась густая суспензия, которую вносят в прибор. Избыток буфера удаляют. Вместо суспензии можно использовать очень крупнопористый гель, например 2%-ный агар или агарозу. Концы геля соединяют с увлажняемой тканью или другим материалом, образующим контакт с наполненными буфером резервуарами, в которые помещены электроды (рис. 5.14). [c.217]

Описанные выше методы дают лишь грубое разделение компонентов смеси. В свободном растворе перекрывание полос из-за перемешивания их за счет диффузии достаточно велико и результаты редко превосходят те, которых можно достичь другими методами. Методы с использованием мелкопористых гелей намного предпочтительнее благодаря свойственной им высокой степени разрешения. Однако в этом случае возникает одно затруднение, связанное с тем, что после завершения электрофореза из геля необходимо извлечь белок, а это можно осуществить только с помощью довольно сложной аппаратуры. Применение гидростатического давления не дает результата, так как поверхностное натяжение слишком велико. Можно раскрошить гель, но даже после размола его до очень мелких частиц выход белка (активного) обычно весьма низок. Более удачный способ—это сбор фракций по мере того, как каждый компонент [c.220]

Регуляторные ДНК-связывающие белки прокариот вызывают заметные изменения конформации ДНК. При рентгеноструктурном исследовании комплекса регуляторного белка TFIHA со своим участком ДНК оказалось, что двойная спираль находится в А-форме. Другие изменения (изгибы и изломы двойной спирали) можно обнаружить с помощью электронной микроскопии, электрофореза ДНК-белковых комплексов, а также при действии нуклеаз. Связанный белок защищает от расщепления 15—30 п. о. в месте связывания и порождает два участка повышенной чувствительности к нуклеазам с обеих сторон от места связывания. Тонкий анализ мест гиперчувствительности в хроматине эукариот показал, что они имеют точно такую же структуру — две гипер-чувствительные точки, разделенные защищенны.м участком. [c.257]

Разделение белковых фракции сыворотки крови с помощью электрофореза в полиакриламидном геле. Этим методом можно разделить сыиороточный белок на 18— 25 фракций, которые располагаются на столбике ге пя в следующей последователь юсти [c.39]

Принципиально должна существовать также возможность использования в КЗЭ испытанного в классическом электрофорезе и в жидкостной хроматографии анионного ПАВ ДДСН. Однако в систематических исследованиях кислых белков оказывается, что добавка ДДСН в количествах от ррт до одного процента к пробе и к буферу приводит к очень неопределенным результатам. В общем случае не улучшается ни эффективность, ни селективность, а даже наблюдается некоторое ухудшение этих характеристик. Возможным объяснением этого может быть хорошо известное действие денатурации, оказываемое ДДСН на белок. Наряду с этим, в наблюдаемой потере селективности большую роль играет, конечно, адсорбция ПАВ на биомолекулах и связанное с этим появление заряда пробы. Первоначальная структура заряда белков может полностью исчезнуть или перекрываться этим эффектом, так что разделение в электрическом поле произойдет только лишь по адсорбированным зарядам детергентов. [c.69]

Число фракций, на которые разделяется исходный белок при зональном электрофорезе, можно увеличить не только с помощью специальных методов окрашивания. Простая замена буферного раствора или поддерживающей среды дает тот же эффект. Например, при электрофорезе сыворотки на бумаге в буферном растворе трис-ЭДТА получается не пять, а девять белковых фракций [1 ]. Еще лучшее разделение можно получить в поддерживающей среде, которая обладает эффектом молекулярного сита, например в крахмальном или полиакриламидном гелях. Малые размеры пор этих гелей задерживают миграцию высокомолекулярных белков, так как трение при этом увеличивается настолько, что даже большой электростатический заряд их молекул не может компенсировать замедляющего действия поддерживающей среды. Однако в других поддерживающих средах величина белковой молекулы мало влияет на скорость миграции, поскольку эффект увеличения трения обычно компенсируется ее большим электростатическим зарядом. [c.11]

Высокоэффективным методом разделения является сочетание электрофореза на бумаге с обычной хроматографией. При этом сначала через влажную бумагу, на которую нанесена смесь, пропускают ток высокого напряжения, а затем смесь хроматографируют с помощью подходящего растворителя в направлении, перпендикулярном направлению электрофореза. В результате достигается разделение первоначальной смеси в двух измерениях. Применение такого метода к продуктам ферментативного расщепления белков позволяет получить двухмерную картину, которую называют пептидной картой. Каждый белок дает характерную для него при каждом конкретном способе расщепления картину. Локализацию отдельных компонентов во многих случаях определяют с помощью специфических красителей. При определении аминокислот и пептидов в качестве такого красителя используют, например, нингидрин. Если производится элюция адсорбированных компонентов, то удобнее всего устанавливать их присутствие в элюате спектрофотометрически. Вероятно, наиболее тонким методом разделения белков следует считать иммуноэлектрофорез, при котором эффект достигается за счет использования различий в двух свойствах электрофоретической подвижности и иммунологической специфичности. [c.220]

Важным результатом, полученным при изучении электрофореза растворов белков, было открытие того, что многие белки, которые являются чистыми по другим критериям, в действительности состоят из нескольких видов молекул. Ярким примером этого может служить яичный альбумин (рис. 125). Этот белок кристалличен (поэтому свойственно предположить, что все молекулы являются почти абсолютно идентичными) и показывает однородность в ультрацентрифуге (отсюда следует, что все молекулы имеют один и тот л<е молекулярный вес и коэффициент трения). Этот белок также показывает однородность в экспериментах по электрофорезу при различных условиях, таких, какие использовал Лонгворс, чтобы получить данные, представленные на рис. 123 (см. также рис. 125, верхнюю диаграмму). Однако если используется поле большой напряженности и эксперимент проводится очень длительно, то появляются благоприятные условия для разделения компонентов с почти одинаковыми подвижностями. При данных условиях, как показывает рис. 125, было найдено, что чистый белок состоит из трех отдельных компонентов. Предполагают , что эти три компонента являются идентичными во всех отношениях, кроме количества фосфата, которое они содержат, причем в них могло быть два, один и ни одного фосфатного иона соответственно. Фосфат связан с белком через гидроксильную группу в боковой цепи, и каждая фосфатная группа, [c.489]

На следующем этапе исследования белок подвергают ферментативному гидролизу на пептиды, например под действием трипсина, химотрипсина и пепсина. Разделение пептидов осуществляют с помощью хроматографии и электрофореза на бумаге. Затем, пользуясь ДНФБ-методом, определяют аминокислотную последовательность, начиная с Ы-конца. [c.289]

Поскольку в водном растворе белки существуют в виде биполярных ионов, то при наложений электрического тюля он йачи-нают передвигаться в направлении, зависящем от знака суммарного заряда. В изоэлектрической точке суммарный заряд равен нулю и, следовательно, перемещение не происходит. В более кислом растворе суммарный заряд молекулы белка положителен и белок движется по направлению к катоду. При значениях рН, превышающих изоэлектрическую точку, происходит движение белка в противоположном направлении. Эти наблюдения, впервые произведенные Харди [296], служат основанием для разделения белков с помощью электрофореза (см. статью IV, т. II). [c.69]

С момента разработки этого метода гель-хроматография наиболее часто используется для препаративного фракционирования белков, причем обычно как первый этап разделения. Поскольку разрешающая способность этого метода низка, хроматографические фракции могут содержать несколько компонентов и необходимо дальнейшее разделение другими способами. Анализ смеси неизвестного состава первоначально проводят на гелевой матрице с широким диапазоном фракционирования, собирают фракцию, содержащую интересующий белок, и разделяют ее на геле с 0олее узким диапазоном фракционирования. Выделенную в результате фракцию разделяют далее методом ионообменной хроматографии или электрофореза. [c.106]

Не меньшей популярностью пользуется в настоящее время и метод электрофореза в полиакриламидном геле. Добавляя к раствору акриламида, налитому в стеклянные трубки, различные количества мономеров (например, метиленбисакриламид, этилендиакрилат), образующих в процессе полимеризации поперечные сшивки, можно получить гели с различной степенью связанности [137, 404]. Устойчивость к денатурирующим растворителям, например к 8 М раствору мочевины или 1 %-ному раствору додецилсульфата натрия, составляет еще одно важное преимущество этих гелей. При наложении разности потенциалов белки, пептиды, нуклеиновые кислоты и вирусы передвигаются в этих гелях на характерные расстояния, которые зависят главным образом от их молекулярного веса (или веса частицы), а также от степени связанности сшивок геля. Разделившиеся вещества образуют характерные полосы, которые можно выявить либо с помощью методов окрашивания или локального осаждения, либо (в случае разделения радиоактивных веществ) с помощью метода радиоавтографии (см. гл. XI, разд. Б). Разрешающая способность электрофореза в полиакриламидном геле такова, что с помощью этого метода можно обнаружить и идентифицировать приблизительно 37 видов рибосомных белков [508]. То, что разделение белка на многочисленные полосы происходит в силу действительного различия между белками, а не в результате каких-то артефактов, теперь уже не вызывает солшений. Однако известно, что разделяться на отдельные полосы могут не обязательно совершенно различные вещества, но и такие близкие между собой вещества, как, например, один и тот же белок, у которого часть молекул содержит одну лишнюю амидную (— СО — NH2 С00 ) группу, а другая часть — ацетильную (—NH+— NH — СОСН3) группу [136]. С помощью электрофореза в полиакриламидном геле [c.61]

Хорошо известно, что при разделении белков с помощью диск-электрофореза в одной полосе не всегда -содержится только один белок, т. е. разделение сложных смесей может быть неполным. Наиболее эффективный подход предусматривает две стратегии разделения на основе различий в размерах молекул и в значениях р1. Например, образец можно вначале подвергнуть изо-электрическому фокусированию в полиакриламидном геле. Затем гель извлекают из трубки или (если электрофорез проводился на пластине) вырезают узкую полоску геля. Эту полоску помещают у верхнего края новой пластины геля в том месте, где обычно делают канавки для образцов, и закрепляют ее растопленным агаром. Проводят второй этап разделения — гель-электрофорез в присутствии ДСН, после чего гель окрашивают. Пример особенно эффективного разделения белков этим методом описан О Фарреллом [77], которому удалось обнаружить 1000 белков в экстракте клеток Es heri hia oli. [c.278]

В зависимости от способа вьщеления может быть выявлено различное количество фракций и подфракций этого белка, что отражает как его природную гетерогенность, так и различные артефакты, связанные с методами вьщеления. Например, при электрофорезе с использованием высокой концентрации ПААГ обнаруживалось 5 фракций, причем все они реагировали с антисывороткой к белку S-100. На сефадексе G-100 белок S-100 может быть разделен также на 5 фракций, обозначаемых как fj, I2> U 5 причем до 85% этого белка приходится на долю первой фракции. Последующие стадии очистки приводят к разделению этой первой фракции на подфракции f д, fjg, fjrl основная масса белка была сосредоточена в последней подфракции, молекулярная масса которой составляла 19-22 кД. Кроме указанных субфракций в эту же группу включают в настоящее время еще около десятка родственных белков, содержание которых относительно невелико. [c.72]

Показано, что описанный метод обладает высокой воспроизводимостью и большой разрешающей способностью. Он позволяет обнаружить и количественно определить с помощью радиоавтографии белок, составляющий 10 —10 % общего количества белков в образце, что свидетельствует о его высокой чувствительности. Проведение двухмерного электрофореза не требует специального оборудова1ния. Первый этап разделения осуществляют обычно в цилиндрических гелях, для которых подходит любой прибор, предназначенный для диск-электрофореза. Точно так же на втором этапе используют любой тип приборов, пригодных для электрофореза на пластинах геля. Сконструированы также специальные приборы для двухмерного электрофореза. Кальтшмидт и Витманн, [654] описали прибор, в котором одновременно можно проводить электрофорез на 5 пластинах геля. [c.234]

В 1963 г. Фазекас де Грот и др. [367] предложили использовать для окрашивания белков после электрофореза на ацёта-те целлюлозы трифенилметановый краситель — кумасси яркий синий К-250 (синонимы кислый голубой 83, супранолцианин 6В экстра, С. I. 42660). С тех пор этот краситель широко используется во многих видах электрофоретического разделения. Молекула кумасси яркого синего К-250 содержит две группы ЗОзН и в слабо кислой среде- связывается с основными группами белков. В связывании принимают участие и вандерваальсовы силы. Белок и краситель образуют прочный комплекс, который, однако, полностью диссоциирует в результате разбавления раствора при соотйетствующнх значениях pH [367]. [c.268]

Разделение группоспецифических веществ осуществляют также с помощью вертикального электрофореза в крахмальном геле [95, 973]. Группоспецифические вещества располагаются при этом в постальбумйновой области. У каждого типа гомозигот группоспецифический белок представлен двумя зонами, причем более медленная зона Gel мигрирует с той же скоростью, что и более подвижная зона G 2. У гетерозигот наблюдаются три зоны [681]. [c.340]

Зоны, представляющие интерес, вырезают и белок выделяют экстракцией [49, 64] или элюированием в условиях электрофореза [2, 175]. При определении аминокислотного состава приготовленных таким способом образцов обязательно вводят необходимые поправки, учитывающие присутствие акриламид-ного геля [26]. Согласно другому варианту, белки разделяют электрофорезом в блоке акриламидного геля, при этом под действием электрического поля белковые фракции попадают в проточную камеру, откуда и вымываются раздельно потоком элюэнта. Ход элюирования регистрируют с помощью проточного денситометра, элюат собирают на фракционном коллекторе. Недавно разработана методика элюирования белков из системы ПААГ —ДСН в промежуточный гель с использованием восходящего электрофореза [121]. Выход достигается высокий, однако образец может содержать примеси компонентов акриламидного геля и буферной системы. Гели для препаративного электрофореза могут иметь форму столбиков (LKB) или пластин (блоков) (Biorad). Для разделений по описанной методике 1 сп()льзуют различную аппаратуру, выпускаемую фирмами. [c.39]

Электрофорез можно проводить при постоянной силе тока (при этом напряжение в ходе опыта будет возрастать, и время разделения сократится) нлн при постоянном напряжении (в этом случае сила тока будет падать и опыт придется оставить на ночь). В обоих случаях тонкость разделения одинакова. Электродный буфер с ДНС для нижней камеры перед электрофорезом следует дегазировать, чтобы уменьшить возможность образования пузырьков под гелем прн длительном разделении. Когда сила тока постоянна, но ие превышает 20 мА на пластинку, гель хотя и нагревается, ио ие повреждается. Электрофорез продолжают до тех пор, пока краситель-маркер (бромфено ловый синий) илн низкомолекулярный окрашенный белок (например, цитохром с, мол. масса 12300) ие достигнет нижнего конца геля или вообще ие покинет его, Прн ДСН-ПАГЭ отри цательный полюс наверху, а положительный внизу. [c.75]

Набор стандартных белков разделяют с помощью электрофореза в гелях различной пористости с содержанием поперечных сшивок 5 15%. Выявляют белок, окрашивая его кумасси синим или серебром, и определяют молекулярную массу, сравнивая подвижность белка и стандарта. Особенно широкое применение этот метод нашел при определении молекулярной массы протомера сначала осуществляют денатурацию олигомера (например, кипячением в детергенте в присутствии Р-меркап-тоэтанола), а затем проводят разделение в гелях, содержащих ионный детергент додецилсуль-фат натрия. [c.51]

НОМ электрофорезе нативного белка (при наличии достаточного количества препарата) можно обнаружить как основные, так и минорные белковые примеси. В двумерном варианте (по О Фаррелу) в одном направлении проводят разделение денатурированных белков в соответствии с их значениями р1 (в присутствии мочевины) в градиенте pH, который создается полимеризованными амфолитами. Во втором направлении белки, денатурированные с помощью додещшсульфата натрия, разделяют в соответствии с размерами протомеров (если белок является олигомером). [c.71]

Данно показал, что при проведении ИЭФ в геле, содержащем 8 М мочевину, ДДС-Na постепенно снимается с белка н под действием электрического поля быстро уходит к аноду [Danno, 1977]. Освободившийся белок может нормально фокусироваться в соответствии с характерным для него значением р1. Он проводил разделение окрашенных флюоресцамином белком в цилиндрическом геле первого направления по классической схеме электрофореза в присутствии ДДС-Na [Остерман, 1981], затем вырезал окрашенные белковые зоны и встряхивал их в течение 15 мнн при комнатной температуре в 8 М растворе мочевины с 2% амфолинов диапазона pH 3,5—10 (для зон толщиной менее [c.58]

Проводимости белковых молекул настолько низки, что устойчивая граница может существовать лишь при чрезвычайно высоких потенциалах, представляющих к тому же опасность для персонала лаборатории. Чтобы избежать этого, препаративный изотахофорез белков проводят в присутствии амфолитов, которые ипрают роль прокладок (spa ers), имеющих промежуточную по сравнению с белковыми компонентами подвижность. Эти прокладки увеличивают проводимость и способствуют образованию более устойчивых границ между компонентами. Их присутствие облегчает также создание градиента pH. Таким об разом, изотахофорез белков сходен с изоэлектрическим фокусированием, за исключением того, что компоненты в случае изотахофореза продолжают перемещаться (и со временем выходят из колонки), причем индивидуальные компоненты никогда не достигают области, где значения ipH соответствуют их изоэлектрическим точкам. Этам способом удается преодолеть три недостатка изоэлектрического фокусирования. Белок способен выходить из канала разделения и может быть собран так же, как и при простом электрофорезе. Неустойчивость белков в их изоэлекпрических точках перестает быть проблемой, если сохраняется более высокое значение pH (или более низкое при изменении общего направления потока). Не нужно также опасаться не растворимости белка в изоэлектрической точке. Основной недостаток этого метода по сравнению с изоэлектрическим фокусированием заключается в том, что он обладает [c.234]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология