Михаэлиса комплекс центры

Многостадийный характер превращения субстрата на активном центре химотрипсина [6—101. Гидролиз субстратов (сложных эфиров,. амидов) на активном центре химотрипсина протекает в несколько стадий. На первой стадии ферментативного процесса происходит сорбция субстрата (образование комплекса Михаэлиса Е5). На последующих стадиях наблюдается химическое превращение сорбированной молекулы с промежуточным образованием ацилфермента ЕА. В кинетической схеме [c.128]

На стадии ацилирования происходит нуклеофильная атака карбонильного углерода субстрата обобщенным нуклеофилом активного центра 8ег-195... Н1з-57... Азр-102. В результате ацилирования активного центра происходит поворот остатка 8ег-195 вокруг С —Ср-связей, что сопровождается перемещением атома кислорода на- 2,5А. При этом имидазольная группа Н1з-57 перемещается в сторону растворителя [18]. В результате имидазольная группа Н13-57, будучи включенной в свободном ферменте (и, по-видимому, в комплексе Михаэлиса) в водородную связь с 8ег-195 (рис. 31), в ацилферменте предоставляет свой М атом для образования водородной связи с водой (рис. 32). В итоге активированная молекула воды приобретает способность эффективно атаковать карбонильный- углерод субстрата на стадии деацилирования. При этом образуется кислотный продукт гидролиза и регенерируется свободный фермент. Таков в общих чертах химический механизм гидролитического действия химотрипсина. [c.131]

Возможные причины, обуславливающие инвариантность с изменением природы и концентрации соли второго члена, lg(/E //Es)p, могут быть следующими 1. Коэффициенты активности обоих ферментных компонентов не обнаруживают солевого эффекта, т. е. /е =/ез = 1 это означает, что сорбционная область активного центра как в свободном ферменте, так и в комплексе Михаэлиса представляет собой замкнутый участок поверхностного слоя глобулы, не контактирующий с водой [c.145]

На самом же деле плохое связывание субстрата с участком D по сравнению с другими участками активного центра лизоцима вовсе не обязательно должно приводить к деформации соответствующего фрагмента субстрата уже в комплексе Михаэлиса, даже если каталитическое превращение данного субстрата происходит с высокой эффективностью. Альтернативным механизмом превращения субстрата в этом случае является изменение конформации сахаридного остатка не в основном состоянии (комплекс Михаэлиса), а в переходном в результате соответствующей перестройки [c.164]

Как уже говорилось, ферментативная реакция складывается из узнавания субстрата или субстратов с их размещением должным образом относительно активного центра фермента и самого акта катализа. Долгое время существовало представление, что узнавание, т.е. сродство субстрата к ( ерменту, может характеризоваться константой Михаэлиса, которая приближенно равна константе диссоциации комплекса фермент—субстрат, во всяком случае если величина кат имеет тот же порядок или меньше, чем величина к-1 [см. уравнение (6.6)]. Это представление, качественно не подвергающееся сомнению, оказалось недостаточным, когда началось систематическое количественное рассмотрение вопроса о специфичности ферментов. [c.224]

Основная задача количественного изучения реакционной способности необратимых ингибиторов (ее иногда называют активностью ингибиторов) по отношению к ферментам — измерение констант скорости реакции ингибиторов со свободным ферментом, комплексом Михаэлиса и продуктами его превращения. В биохимической литературе, особенно в работах, где в центре внимания находится сравнительное исследование антиферментной активности биологически активных веществ (инсектицидов, лекарственных препаратов и т. п.), являющихся часто необратимыми ингибиторами, нередко в качестве меры их ингибирующего действия используют величину концентрации вещества, вызывающую снижение активности фермента на 50% (/во или —lg /во = р/во)- [c.113]

Предположим, что ингибитор может необратимо реагировать не только со свободным ферментом, но также и с фермент-субстратным комплексом (случай неконкурентного необратимого торможения или реакции ингибитора с одной из функциональных групп активного центра в ходе превращения комплекса Михаэлиса). [c.120]

Из анализа этих данных следует, что в каталитическом акте принимает участие группировка с рКь 6,48, которая при образовании комплекса Михаэлиса теряет способность к ионизации, но освобождается после отщепления холина. Аналогично ведет себя вторая группировка активного центра, имеющая в исходном ферменте рКа 9,35. Величине рК основной группы наиболее близка к значению рК имидазольной группы гистидина. Кислотная группа с рК 9,35 может представлять ОН-группу тирозина, либо 5Н-группу цистеина. Таким образом, из данных Лейдлера и Крупки следует, что рк тех же группировок в ацетилированном ферменте отличается от значений рК в исходном ферменте. [c.183]

На этом основании было высказано предположение, что одним из факторов, определяющих взаимодействие фермента с субстратом при образовании комплекса Михаэлиса, служит ионная реакция между катионным центром ацетилхолина и анионным центром на активной поверхности фермента. Такое взаимодействие должно быть первичным в реакции фермента с субстратом, поскольку ионные силы проявляются на большем расстоянии, чем другие виды химических взаимодействий. Образованию ионной связи приписывали лишь якорную функцию, в результате реализации которой молекула субстрата ориентируется на поверхности фермента, чем значительно облегчается образование других необходимых химических связей (уже ближнего действия) с группировками активного центра фермента. В связи с этим исследованию кинетики и механизма ингибирования холинэстераз ионами тетраалкиламмония было уделено особое внимание. Задача этих исследований — изучение особенностей строения и роли анионного центра холинэстераз в каталитическом действии указанных ферментов. [c.185]

Конкурентные ингибиторы связываются в том же активном центре, что и субстраты, предотвращая взаимодействие фермента с субстратом уже на стадии связывания. При этом образуются комплексы, аналогичные комплексам Михаэлиса, но не способные к дальнейшим превращениям, или реагирующие очень медленно. В итоге фермент выводится из строя. [c.431]

На рис. 7 представлена зависимость константы к = к КК + + [8]), которая при постоянной концентрации субстрата характеризует усредненную реакционную способность одного активного центра от pH (к — константа скорости расщепления субстрата в комплексе Михаэлиса, /(Гм — константа Михаэлиса, [3] — концентрация субстрата). На соответствующей кривой при движении из щелочной области в кислую проявляются три четко выраженных спада, обусловленных последовательным протонированием (т. е. выведением из строя) трех нуклеофилов с различными трК - Кинетически определяемое число активных центров, приходящихся на макромолекулу, при этом сохраняется неизменным (6 на 620 звеньев, степень алкилирования 14%). Последнее как раз и доказывает, что каждый активный центр по меньшей мере трифункционален, [c.298]

Рентгеноструктурные исследования показали, что помимо серина-195 в активный центр входят также остатки гистидина (Н1з-57) и аспарагиновой кислоты (А5р-102). Другой остаток гистидина (Н1з-40) не участвует в катализе. Фермент обладает специфичностью к ароматическим аминокислотам. Эфиры ароматических аминокислот — хорошие субстраты этого фермента, и для большинства кинетических исследований в качестве субстратов использовались такие эфиры. Фермент расщепляет пептиды, освобождая карбоксильную группу ароматических аминокислот. После образования комплекса Михаэлиса единственный реакционноспособный 5ег-195 вначале ацилируется, образуя ацилферментное промежуточное соединение с субстратом. Превращение комплекса Михаэлиса в ацилфермент происходит сначала путем образования тетраэдрического интермедиата (разд. 4.4.1), и наконец происходит гидролиз ацилфермента при атаке молекулой воды, так что ацилированный продукт обычно не накапливается. [c.220]

Солевой эффект при образовании комплекса активного центра с метилгидроциннаматом. Солевые эффекты, наблюдаемые при образовании комплекса Михаэлиса, довольно слабые [76], и поэтому достаточно обоснованное обсуждение их природы может быть дано лишь при использовании ряда солей. Результаты такого исследования, выполненного в приложении к образованию комплекса химотрипсина с метилгидроциннаматом [98], даны на рис. 39. Прежде чем анализировать эти данные, напомним, что термодинамику процессов образования комплекса Михаэлиса в воде и, соответственно, в водном растворе, содержащем третий компонент (соль, органический растворитель и т. п.) [c.143]

Конечно, такое поведение наблюдается лишь в известных пределах, которые зависят от геометрической конгруэнтности субстратной группы Н по отношению к активному центру (см. 5 этой главы). Отклонение значений Д 0 . иДО = от линейных зависимостей, наблюдаемое для производного глицина (со-едипенне /), обусловлено тем, что этот укороченный субстрат, не содержащий фактически углеводородной группы Я, связывается в комплексе Михаэлиса непродуктивно , см., например [7, 118]. [c.151]

В согласии с механизмом (4.40) субстратоподобный ингибитор действительно вытесняет из активного центра несколько молекул воды, как это было обнаружено при рентгеноструктурном анализе кристаллического химотрипсина [123]. Однако этот механизм не согласуется с данными по влиянию среды на гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие (см. 4 этой главы). Кроме того, механизм (4.40) противоречит тому, что двойной выигрыш свободной энергии экстракции реализуется лишь в переходном состоянии химической реакции [см. уравнение (4.39)], в то время как в комплексе Михаэлиса вклад гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия меньше [см. уравнение (4.29)]. Иными словами, в химотрипсиновом катализе не вся потенциальная свободная энергия сорбции, которую предполагает модель (4.40), равная 2АСэкстр, реализуется в виде прочного связывания субстрата с ферментом. Из диаграммы, представленной на рис. 44, видно, что в комплексе Михаэлиса (или ацилферменте) реализуется в виде свободной энергии связывания E-R лишь инкремент свободной энергии сорбции, отражающий перенос субстрата из воды в неводное окружение (в среду белковой глобулы), равный АО кстр [см. также уравнение (4.29)]. Для объяснения этих фактов следует допустить, что гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие идет в две стадии 1) образование фермент-субстратного комплекса протекает по механизму (4.19), который не противоречит данным по солевому эффекту (на их основании он был и предложен), и термодинамические закономерности его согласуются с уравнением (4.29). Этот механизм также предполагает вытеснение нескольких молекул воды из [c.155]

В итоге приходим к выводу, что конформационно-сольватационные изменения в активном центре, осуществляющиеся при (и за счет) сорбции субстрата на ферменте, приближают комплекс Михаэлиса (или, соответственно, ацилфермент), к переходному состоянию химической стадии (см. гл. II, теоретические воззрения Дженкса, Ламри и Эйринга относительно механизма напряжения ). Не исключено, что именно при этом происходит тонкая настройка по отношению друг к другу функциональных групп белка, входящих в составной нуклео-фял активного центра. [c.156]

Сопоставляя па данном этапе рассмотрения концепции Хироми и Тома, мы видим, что отнесение константы Михаэлиса к соответствующим микроскопическим параметрам в рамках обеих концепций идентично (сравните выражения 14 и 15, с одной стороны, и 43 — с другой). Однако смысл каталитической константы в обеих концепциях различается (см. выражения 17 и 44). Если по гипотезе Хироми каталитическая копстапта пропорциональна гидролитическому коэффициенту ко, который является строго характеристическим для данного фермента, и определяется исключительно соотношением констант ассоциации субстрата в продуктивном и непродуктивном фермент-субстратном комплексах (17), то по гипотезе Тома величина гидролитического коэффициента зависит от способа связывания фермента с субстратом и от степени полимеризации последнего. На наш взгляд, это придает настолько больн1ую гибкость расчетам на основании концепции Тома, в особенности с помощью машинного анализа, что может в отдельных случаях делать бессмысленными определения показателей сродства индивидуальных сайтов активного центра. фермента, поскольку все наблюдаемые кинетические эффекты могут быть объяснены в рамках вариации гидролитического коэффициента при изменении структуры олигомерного субстрата и способов его связывания с ферментом. То же можно отнести и к определению константы скорости второго порядка ферментативного расщепления субстрата (см. выражения 18 и 45). [c.65]

Макроскопическая константа Михаэлиса (точнее соответствующая ей константа ассоциации) для гидролиза л-мера, Кт,п, равна сумме микроскопических констант ассоциации субстрата с активным центром фермента (строго это выполняется в том случае, когда химическое превращение фермент-субстратного комплекса происходит намного медленнее, чем его диссоциация на исходные фермент и субстрат, 2,л,п<Сй 1,г,я, см. схему 80) [c.108]

Альтернативный вариант изменения конформации субстрата на участке D активного центра лизоцима лить после прохождения комплекса Михаэлиса не был рассмотрен Филлипсом с сотр. и ПС анализировался в литературе вплоть до нос.леднего времени. Предложенная ими гипотеза об искажении конформации сахаридного кольца субстрата непосредственно в комплексе Л и-хаэлиса была весьма смелой, однако повлекла за собой целую лавину экспериментальных и теоретических работ, которые ставили своей целью проверить данную гипотезу и выявить общность данного эффекта для действия других ферментов. [c.165]

Помимо того что приведенные данные в принципе не могут служить указанием на существование деформации или напряжения субстрата в комплексе Михаэлиса, они, но мнению Чинмана и сотр. [89], вообще нуждаются в пересмотре. До последнего времени все расчеты по эффективности связывания сахаридных остатков субстратов и их фрагментов (аналогов) с отдельными участками (от А до F) активного центра лизоцима основывались на предположении, выдвинутом ранее Филлипсом [2, 18, 20], что конформация фермента в этих участках, расположение сахаридных звеньев в различных фермент-субстратных комплексах и эффективность взаимодействия сахаридных остатков с участками не изменяются при вариации субстратов. Это предполагаемое свойство системы, получившее название суперпозиции (см. [89]), в свою очередь, означало аддитивность величин свободных энергий взаимодействия сахаридных остатков с соответствующими [c.165]

Следовательно, формаль1го переход сахаридного остатка у расщепляемой связи от конформации кресла к конформации полукресла в переходном состоянии реакции может привести к ускорению ферментативного превращения в 10 —Ю раз [90]. Несколько позже эти данные и расчеты серьезно пересматривались [89], и было показано, что лактонная концевая группа (153) связывается с участком D активного центра лизоцима лишь в 30 раз более эффективно, чем обычный N-ацетилглюкозаминный остаток. При этом карбонильный атом кислорода лактонной группы образует дополнительную водородную связь с остатком Asp 52 лизоцима и тем самым может вносить дополнительный вклад в связывание с активным центром тем самым достоверность данных о необычно эффективном взаимодействии лактона с лизоцимом становится вообще неопределенной [89]. Однако в любом случае, взаимодействует ли лактон с ферментом прочно или нет, не имеет никакого отношения к напряжению или деформации субстрата в активном центре лизоцима. Даже если лактон и является аналогом цереходного состояния в катализе лизоцимом, опыты по его связыванию с ферментом не могут дать никакого ответа на то, в какой форме — искаженной или обычной (стабильной) — субстрат находится в комплексе Михаэлиса с ферментом. Таким образом, по эффективности связывания лактонов с лизоцимом нельзя судить о деформациях в активном центре. [c.167]

Другими словами, существуют две концепции, с противоположных (на первый взгляд) позиций объясняющие субстратную специфичность лизоцима (в отношении длины цепи олигосахаридных субстратов). Согласно первой концепции, при переходе от длинных олигосахаридов к коротким непропорционально возрастает константа ассоциации последних с ферментом за счет резкого увеличения степени непродуктивного (геометрически неправильного) связывания. В итоге константы ассоциации длинных и коротких олигосахаридов с ферментом оказываются одинаковыми Кт = = 10" М от тримера до гексамера, см. табл. 38), по эффективность каталитической деградации коротких олигосахаридов мала. Согласно второй концепции, ири переходе от коротких олнгоса-харидов к длинным последние пс реализуют потенциальные воз-можр[ости фермент-субстратных взаимодействий п комплексе Михаэлиса (что и приводит к их относнтельпо малым величинам констант ассоциации с активным центром), но полностью реализуют взаимодействия в переходном состоянии ферментативной реакции. Чем выше степень полимеризации субстрата (в пределах активного центра фермента), тем бoльнJe он резервирует возможностей для уменьшения свободной энергии переходного состояния реакции за счет дополнительных взаимодействий (по сравнению с взаимодействиями в комплексе Михаэлиса) и тем выше скорость ферментативного гидролиза. [c.196]

Детальные исследования, ироведеиные в последние годы, позволили отвести гипотезу об искажении структуры субстрата в активном центре лизоцима при образовании комплекса Михаэлиса. Тем ие меиее вопрос о субстратной специфичности лизоцима, а именно о причинах резкого ускорения ферментативного катализа при увеличении стеиени полимеризации олигосахаридов (от димера до гексамера), остается пока нерешенным, хотя на этот счет есть целый ряд гипотез. [c.201]

ФЕРМЕНТАТИВНЫЙ КАТАЛИЗ, обусловлен действием ферментов. Играет исключительно важную роль в обмене в-в в живых организмах. Характеризуется чрезвычайно высокой активностью и специфичностью (селективностью), гл. причины к-рых 1) сорбция субстрата на ферменте и образование активного комплекса (комплекса Михаэлиса) в результате гидрофобных, полярных и ионных взаимодействий. В этом комплексе происходит сближение и ориентация реагирующих групп фермента и субстрата. В результате р-ция м. б. ускорена в 10 и более раз 2) полифункцион. характер хим. взаимод. между ферментом и сорбиров. субстратом, при к-ром молекула субстрата подвергается атаке сразу неск. каталитич. группами активного центра фермента. Полифункцион. катализ может привести к ускорению р-ции в 10 и более раз 3) отличие характеристик среды [c.617]

Превращение субстрата в продукт происходит в комплексе Михаэлиса. Часто субстрат образует ковалентные связи с функц. фуппами активного центра, в т. ч. и с группами кофермента (см. Коферменты). Большое значение в механизмах ферментативных р-ций имеет основной и кислотный катализ, реализуемый благодмя наличию имидазольных Фупп остатков гиствдина и карбоксильных фупп дикарбоновых аминокислот. [c.80]

Современные представления о механизме ферментативного трансаминировання, разработанные А. Е. Браунштейном и его сотрудниками, являются развитием рассмотренной выше теории (рис. 106). В исходном состоянии альдегидная группа пирндоксаль-фосфата образует альдиминную связь с -аминогруппой остатка Lys-258 активного центра (J). При связывании аминокислоты образуется комплекс Михаэлиса (И), а затем альдимин между пиридо-ксальфосфатом и субстратом (111). В результате последующих [c.204]

Шульман н сотр. [ИЗ—115] исследовали активный центр карбоксипептидазы А путем измерения релаксации малых молекул, связанных с этим ферментом. Карбоксипептидаза является протео-литическим металлсодержащим ферментом, который катализирует расщепление С-концевой пептидной связи в пептидах и белках. Она имеет молекулярную массу 34600 и содержит 1 атом цинка на молекулу, который обусловливает каталитическую активность, но фермент остается активным при замене 20 + на ионы Мп + или Со2+ [116]. Кристаллическая структура фермента известна [117, 118]. С атомом металла координированы три белковых лиганда, и имеются свободные положения по меньшей мере еще для двух лигандов. Связывание растворителя (НгО) [ИЗ], ингибиторов [114] или фторид-иона [115] на активном центре Мп2+-фермента влияет на релаксацию связанных ядер не только потому, что белок имеет длинное время корреляции, но также вследствие наличия парамагнитного иона металла. Уширение резонансных сигналов растворителя было объяснено тем, что одна молекула воды связывается с ионом Мп2+. Как следует из измерения уширения пиков метильных или метиленовых протонов конкурирующих ингибиторов — индо-лилуксусной, г/7ег-бутилуксусной, бромуксусной и метоюсиуксус-ной кислот — и одновременного определения времен корреляции взаимодействия протонов ингибитора с металлом, релаксация определяется главным образом временем обмена комплекса белок — ингибитор. Используя известные константы Михаэлиса — Ментен и эти данные, можно определить константы скорости всех отдельных стадий реакции фермента с субстратом. [c.393]

Однако очевидно, что наличие нескольких акцепторных центров у фермента и нескольких реакционных центров у субстрата может благоприятствовать образованию не только активного комплекса Михаэлиса с необходимым числом связей, но также и неактивных комплексов с образованием не всех, а части связей. Сказанное можно пояснить простой схемой (рис. 17). Пусть для образования активного комплекса Михаэлиса необходимо, чтобы молекула субстрата 8 провзаимодействовала своими тремя реакционными центрами [c.91]

Л, у VI г С соответствующими акцепторными центрами фермента (обозначены треугольником, кружком и квадратом). Скорость ферментативной реакции будет определяться концентрацией такого комплекса (рис. 17, Л). Однако при некоторых условиях не исключена возможность образования комплексов с участием двух или даже трех молекул субстрата (рис. 17, Б, В, Г), но так, что каждая молекула субстрата образует лишь одну или две связи с ферментом. Соответственно состав таких неактивных комплексов будет отвечать брутто-формуламЕЗз (случаи Б и В) я Е5з (случай 7 . Соотношение концентраций активного к неактивных комплексов будет определяться при данной концентрации фермента в первую очередь концентрацией субстрата. Чем больше концентрация субстрата, тем более вероятно образование неактивных комплексов — ЕЗа и ЕЗз. Наконец образование неактивных комплексов будет зависеть от констант скорости образования последующих связей (например, у — О и 2 — о) реакционных центров молекул субстрата после образования первой связи (например, д — Л). Если эти константы скорости существенно больше, чем константа скорости образования связей у — О и 2 — о новой молекулой субстрата, то ингибирования избытком субстрата не произойдет. При обратном соотношении будет наблюдаться эффект субстратного торможения. Ввиду того, что образование комплекса Михаэлиса (за счет всех или части связей с субстратом) представляет собой обратимую реакцию с отчетливо выраженным равновесием, определяющей величиной является соответствующая константа равновесия или, как принято в ферментативной кинетике, обратная ей величина — константа диссоциации. [c.91]

То обстоятельство, что величины максимальной скорости всего процесса, определяемые в основном второй стадией, не находятся в соответствии с относительной величиной энергии активации, свидетельствует о важной роли энтропийного фактора для этой стадии. Об этом говорит медленный ферментативный гидролиз ацетил-Р-метилхолина при низкой энергии активации и небольшой величине Кт- По-видимому, ЭТОТ субстрат обладает достаточной способностью к образованию комплекса Михаэлиса, однако некомпле-ментарность Р-метилхолина активному центру холинэстеразы создает пространственные затруднения при осуществлении следующего реакционного акта. [c.179]

Таким образом можно прийти к выводу, что взаимодействие субстрата с с рментом, еще не дающее в собственном смысле комплекса Михаэлиса (т. е., по-видимому, образование не всех, а части связей с активным центром), изменяет реакционноспособность функциональных групп активного центра по отношению к фосфо-рилирующим агентам. [c.230]

Предшественники (зимогены) — пепсиноген, трипсиноген и химо-трипсиноген получены в чистом виде. Активация заключается в удалении небольшого пептидного фрагмента и катализируется либо активной формой самого фермента, либо энтерокиназой, другим ферментом, имеющимся в пищеварительном тракте. При превращении трипсиноге-на в трипсин с N-конца белка отщепляются гексапептид вал— (асп)4 — лиз и N-концевой аминокислотой становится изолейцин (Нейрат , 1955). Активация других зимогенов более сложна. Ранние работы Бергмаина (1937) на простейших модельных пептидах показали, что ферменты избирательно расщепляют определенно пептидные связи. Пепсин, трипсин и химотрипсин известны как эндопептидазы, так как они расщепляют пептидные связи, расположенные внутри молекулы. Пепсин расщепляет амидные связи, образованные аминогруппами фенилаланина или тирозина химотрипсин расщепляет связи, образованные карбоксильными группами этих ароматических аминокислот. Трипсин расщепляет амидные связи, образованные карбоксильными группами основных аминокислот (лиз, арг). Эти протеолитические ферменты расщепляют также эфиры аналогичной структуры. Во всех случаях затрагиваются только пептиды, образованные -аминокислотами. Предположение Михаэлиса (1913), что реакции, катализируемые ферментами, проходят через стадию образования промежуточного фермент-субстратного комплекса, были подтверждены всеми последующими работами. С большой очевидностью показано, что каталитическая активность определяется небольшим участком фермента, так называемым его активным центром. [c.697]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология