Цистин анализ

Удельная активность полученного цистина не изменяется при перекристаллизации из воды. Чистоту вещества устанавливают при помощи бумажной хроматографии и микробиологических методов анализа. [c.221]

С точки зрения питательной ценности кормов содержание цистина и Цис в веществах растительного происхождения имеет очень важное значение. Его можно определить прямым путем, но это требует огромных затрат труда, а полученные данные не позволяют рассчитать истинное содержание аминокислот, так как в условиях гидролиза они разлагаются. Обычно при количественном анализе цистина и Цис их предварительно окисляют надмуравьиной кислотой и затем определяют в смеси устойчивую цистеиновую кислоту. [c.262]

Анализ аминокислотного состава включает полный кислотный гидролиз исследуемого белка или пептида с помощью 5,7 н. соляной кислоты и количественное определение всех аминокислот в гидролизате. Гидролиз образца проводится в запаянных ампулах в вакууме при ПО "С в течение 24 ч. При этом полностью разрушается триптофан и частично серии, треонин, цистин и цистеин. а глутамин и аспарагин превращаются соответственно в глутаминовую и аспарагиновую кислоты. В то же время пептидные связи, образованные аминокислотными остатками с разветвленной боковой цепью (Val, Не. Leu), из-за стерических препятствий гидролизуются частично. Особенно стабильны связи Val—Val. Ile—Ile, Val—De и Ile—Val. [c.34]

Аминокислоты следует по возможности освободить от сопутствующих примесей. Если проводят контрольный опыт для сравнения величин то применяют набор чистых аминокислот, который в настоящее время имеется в продаже , и готовят из них растворы, содержащие в 1 мл по 1 мг каждого из исследуемых веществ. Растворителем служит преимущественно вода с добавкой около 10% к-пропанола такие растворы сохраняются в холодильнике и даже при комнатной температуре в течение 2—4 недель. Труднорастворимые аминокислоты тирозин и цистин растворяют в 0,1 н. соляной кислоте. Наносят 0,5 или 1 цл раствора, что соответствует 0,5 или 1 лг аминокислоты. При применении солянокислых эталонных растворов рекомендуется подкислять также неизвестные анализируемые пробы и перед хроматографическим анализом в течение 15—20 мин обдувать пластинку воздухом для удаления избытка соляной кислоты. В методе хроматографии на бумаге обычно принято соляную кислоту нейтрализовать парами аммиака. При этом, однако, необходима осторожность. Аммиак сравнительно легко удерживается силикагелем, в результате чего при применении нейтральных растворителей возникает опасность проведения анализа в более или менее щелочной среде. Аминокислоты в кислом белковом или пептидном гидролизате (см. ниже) почти всегда существуют в виде гидрохлоридов. Их раствор в воде соответствует приблизительно 0,1 н. раствору соляной кислоты. Аминокислоты в экстрактах из животных и растительных тканей и в таких жидкостях, как моча, сыворотка и т. д., перед нанесением необходимо отделить от примесей и осуществить хроматографический анализ в виде ДНФ-ами- [c.395]

Полярографический анализ очень важных биологически серусодержащих аминокислот и белков явился предметом многочисленных исследований. Было изучено [125, 126, 138, 139] анодное восстановление цистеина, который содержит группу —8Н, на КРЭ и платиновом электроде, а также восстановление цистина, который содержит группу —5—5—, на КРЭ. [c.391]

Присутствие кадмия, цинка и иодидов не мешает анализу, однако кобальт должен отсутствовать. С микроколичествами титрование двухвалентной медью является более точным, чем аргентометрическое титрование. Точность составляет приблизительно 0,5% для 0,0004—0,00008 УИ, раствора цистеина и + 1,5% для концентраций до 0,00001 М. Если концентрация цистеина мала по сравнению с концентрацией цистина, то цистин лучше определять аргентометрическим титрованием. [c.395]

Электрохимические исследования аминокислот, нуклеиновых кислот и белков непосредственно связаны между собой, поскольку первые являются структурными элементами более сложных макромолекул. Электрохимические исследования двадцати основных 1-а-аминокислот [230—232] показали, что только шесть из них — цистеин, цистин, метионин, гистидин, тирозин и триптофан — окисляются на пирографитовом и стеклоуглеродном электродах. В области pH от 1 до 10 их окисление протекает необратимо при н.и.э.>1,0 В, причем с ростом pH потенциал полуволны или максимум тока смещается в отрицательную сторону. Процессы окисления сопровождаются пассивацией электрода продуктами реакции. По данным ЯМР- и ИК-спектроскопии, продукты реакции имеют сложную полимерную структуру, что не позволяет пока перейти к детальному анализу механизма. Тем не менее полученные результаты оказались полезными при интерпретации электрохимического поведения белков, адсорбированных на графитовых электродах [245, 246]. [c.163]

Выделение валина и лейцина из фильтрата после колонны с катионитом КУ-2 осуществляют путем упаривания до 45%-ного содержания сухих веществ. Этот раствор выдерживается 24 ч при температуре 10°С, в результате чего из него выкристаллизовывается тирозин и цистин, без выделения которых трудно получить валин и лейцин. Осадок смеси тирозина и ци-стина отфильтровывают. Для получения валина и лейцина полученный фильтрат 25%-ным раствором углекислого натрия доводят до pH = 5,9 и упаривают пОд вакуумом до образования перенасыщенного раствора. После кристаллизации упаренного раствора в течение 48 ч при 4°С выпавшие кристаллы (по данным хроматографического анализа) имеют следующий аминокислотный состав (%) лейцин с изолейцином — 70,5—73 валин— 20,5—21 аланин —4—4,5 серии и тирозин — следы. [c.181]

При анализе пяти различных органических соединений (бензойная кислота, цистин, декстроза, глицин, Р-нафталинсульфокислота) среднее отклонение при определении содержания углерода составляло 0,5% и водорода 0,8о/о. Анализ проводили с большим разрывом во времени, а результаты рассчитывали на основе начальной калибровки. Продолл<ительность одного анализа не превышает 17 мин. Данные трех повторных определений при однократном сожжении могут быть получены за 40 мин. Для сравнения отметим, что определение углерода и водорода по Преглю при проведении повторных анализов длится 135—145 мин и требует от экспериментатора большого опыта и тщательного соблюдения всех условий методики. [c.192]

Если полярографический анализ проводился на серии белков, аналогичных по аминокислотному составу (кроме цистина), то нет необходимости для каждого гидролизата составлять новые стандартные кривые. Но для каждого класса белков должна быть построена своя стандартная кривая. [c.208]

Благодаря сочетанию рентгеноструктурных и химических исследований бьша выяснена детальная топография активного центра химотрипсина, состоящего из трех полипептидных цепей, соединенных друг с другом дисульфидными связями остатков цистина (дополнение 9-4, Б). Химические исследования показали, что при инактивации химотрипсина диизопропилфторфосфатом образуется ковалентное производное остатка серина в положении 195 полипептидной цепи отсюда следует, что этот остаток входит в состав активного центра. По данным других химических исследований, остаток гистидина в положении 57 и остаток аспарагиновой кислоты в положении 102 также участвуют в каталитическом процессе. Хотя эти остатки занимают в полипеп-тидном остове положения, находящиеся далеко друг от друга, и даже в разных полипептидных цепях, данные рентгеноструктурного анализа свидетельствуют [c.256]

Одноколоночный метод анализа, смола JR-30. При постоянной температуре колонки, концентрации цитрат-ионов и ионов натрия и скорости течения буфера варьируют величину pH первого буфера. Ее увеличение с 3,28 до 3,31 ухудшает разделение треонина и серина. Цистин элюируется быстрее, но при этом ухудшается разделение глицина и аланина. Увеличение pH второго буфера с 4,30 до 4,50 при прочих неизменных условиях анализа ухудшает разделение как метионина и изолейцина, так и изолейцина и лейцина. Увеличение pH третьего буфера позволяет элюировать гистидин быстрее. [c.41]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола иЦ-ЗО, литий-цитратные буферы. В общем по мере увеличения концентрации ионов лития время анализа сокращается. При увеличении концентрации Ы+ с 0,20 до 0,35 н. глутаминовая кислота элюируется значительно раньше, вплоть до совпадения ее пика с пиком аспарагина. Пролин и глицин не разделяются, а цистин элюируется вместе с валином. Не разделяются также метионин и цистатионин, а р-аланин элюируется вместе с фенилаланином. [c.44]

Обсуждение. Порядок выхода аминокислот на этой колонке такой же, как и на длинной колонке, заполненной смолой иК-ЗО (см. рис. 6), с той лишь разницей, что содержащиеся в пробе цистеиновая кислота, таурин и мочевина будут элюироваться несколько раньше. При использовании колонки (26 см), заполненной смолой иН-40, величина отношения высоты впадины между пиками к высоте большего пика пары разделяемых аминокислот равна для пары треонин-серин 0,40, серин — глутаминовая кислота 0,23, глицин —аланин 0,10 и тирозин — фенилаланин 0,16. В условиях данного анализа цистин выходит между пролином и глицином, а гистидин — до лизина. После лизина вымываются аммиак и аргинин. Состав буферов приведен в табл. 2. [c.72]

Эластические свойства кератина волос и шерсти, ио данным ронтге-ноструктурного анализа, зависят от того, что в нерастянутом белке полипептидная цепь закручена сама на себя. Растягивание развертывает петли и образуег цепь из аминокислотных единиц с периодом идентичности 3,3 А, сравнимым с таковым для фиброина. Кератин богат цистином, который образует дисульфидные поперечные связи между пептидными цепями. Шерсть может быть модифицирована, а волосы завиты путем восстановления меркаптаном для расщепления части поперечных связей и обратного окисления для образования других поперечных связей. Восстановление, которое в случае завивки производится смачиванием раствором тиогликолевой кислоты, приводит к денатурированному белку с менее жесткой структурой, допускающей растяжение и перестройку молекулы. Появление и исчезновение сульф-гидрильных групп можно проследить при помощи нитропрусоидной пробы. [c.668]

Рибонуклеаза. — Одна из рибонуклеаз была выделена в кристаллическом виде из бычьей поджелудочной железы Купит-цем (1940). Панкреатическая рибонуклеаза гидролизует рибонуклео-тидные связи, в которых пиримидиновый нуклеозид этерифицирован по З -положению сахара. Этот фермент содержит 124 остатка аминокислот и четыре дисульфидные связи. Установление первичной структуры этого фермента Муром и Штейном (1960) явилось важной вехой в химии белка. Последовательность частично была определена на окисленной рибонуклеазе, которая при энзиматическом расщеплении дает 24 пептида. Их размеры позволяют непосредственно определить последовательность химическими и ферментативными методами. Наконец, ферментативный гидролиз нативного белка, разделение содержащих цистин пептидов, окисление их до цистеиновых пептидов и аминокислотный анализ последних позволили выяснить, каким образом восемь по-луци1стинооых о статков связаны друг с другом (рис. 27, стр. 740). [c.739]

Рассмотрение принципа действия и особенностей использования аминокислотного анализатора начнем с того, что сформулируем представления об анализируемом препарате. Для наиболее интересного случая — анализа состава белка — им является смесь 20 природных аминокислот. Все компоненты этой смеси представляют одинаковый интерес, подлежат полному разделению и количественной оценке. Интервал. молекулярных масс простирается ог 75 (Gly) до 204 (Тгр), диапазон значений р1 — от 2,97 (Glu) до 10,76 (Arg). Различия в стеиени гидрофобности тоже выражены сильно от гидрофильных дикарбоновых и оксикислот до весьма гидрофобных, несущих довольно протял<енные алифатические и ароматические боковые группы. Заметим сразу, что такие различия должны облегчить задачу хроматографического разделенпя, но вряд лн позволят обойтись без ступенчатой смены элюентов. В обычных условиях хроматографии все алшнокислоты достаточно устойчивы, но следует обратить внимание с этой точки зрения и на предшествующий хроматографии этап исчерпывающего гидролиза белков и пептидов (от него будут зависеть и результаты анализа). Агрегация аминокислот маловероятна, за исключением возможности окисления цистеинов до цистинов. Не-специфическая сорбция за счет гидрофобных взаимодействий с материалом матрицы безусловно возможна, но здесь она будет использоваться в интересах фракционирования. [c.515]

При учете локализации S-S-мостика конформационный анализ цистин-содержащего фрагмента природного олигопептида или белка может быть ограничен рассмотрением его состояний только с замкнутыми формами основной цепи. Значительное сокращение объема вычислительных работ не сопровождается при этом снижением требований к строгости рещения задачи. В этом случае для пептида определенной длины необходимо располагать набором соответствующих циклических структур с известными геометрическими и энергетическими характеристиками. Он может быть получен путем количественной оценки стерической и энергетической предрасположенности всех возможных конформаций модельного пептида того же размера ys -(Ala) 2 ys" к образованию дисульфидной связи. В работах В.З. Спасова и Е.М. Попова [106, 107] оценены конформационные возможности модельных олигопептидов с числом остатков л от двух до шести. При большей длине цепи с концевыми остатками ys предложенный метод становится малоэффективным. [c.326]

Эта реакция не пригодна для отщепления С-концевых остатков пролина, так как они не образуют тиогидантоин, остатков аспарагиновой и глутаминовой кислот, которые образуют циклические ангидриды, а не тиогидантоины (аспарагин и глутамин, наоборот, дают тиогидантоины [301]), а также остатков серина, треонина, цистина, аргинина и лизина [19, 301], которые неустойчивы при циклизации или регенерации аминокислоты из тиогидантоинового производного. Таким образом, этот метод находит весьма ограниченное применение для прямого определения строения пептидов и белков. Для определения С-концевого остатка по разности [107] реакция может оказаться более полезной, но ее все же нельзя использовать для определения аспарагиновой и глутаминовой кислот и пролина. Однако путем микробиологического анализа [107], специфичного для остатков /-аминокислот, эти аминокислоты могут быть определены по потере оптической активности на 50% вследствие рацемизации в том случае, когда они являются С-концевыми. [c.247]

В методе анализа аминокислот и пептидов, предложенном Бови и Тайерсом [78], в качестве растворителя используется трифтор-уксусная кислота. Преимущества этого растворителя по сравнению с водой или 020 в том, что он позволяет точно определить значения химических сдвигов. Трифторуксусную кислоту можно использовать и в качестве стандарта. Для этого приготавливают ее растворы с концентрацией 207о (вес/объем). Глицин, цистеин и цистин менее растворимы в этой кислоте, однако можно получить и их спектры. В анализе, описанном в работе [78], спектры были получены при частоте 40 МГц. Анализируемые растворы приготавливали, растворяя 100 мг анализируемого соединения в [c.306]

Данные о специфичности транспорта аминокислот через биомембраны клеток были получены при анализе наследственных дефектов всасывания аминокислот в кишечнике и почках. Классическим примером является цистинурия, при которой резко повышено содержание в моче цистина, аргинина, орнитина и лизина. Это повышение обусловлено наследственным нарушением механизма почечной реабсорбции. Цистин относительно нерастворим в воде, поэтому он легко выпадает в осадок в мочеточнике или мочевом пузыре, в результате чего образуются цистиновые камни и нежелательные последствия (закупорка мочевыводящего тракта, развитие инфекции и др.). Аналогичное нарушение всасывания аминокислот, в частности триптофана, наблюдается при болезни Хартнупа. Доказано всасывание небольших пептидов. Так, в опытах in vitro и in vivo свободный глицин всасывался значительно медленнее, чем дипептид глицилглицин или даже трипептид, образованный из трех остатков глицина. Тем не менее во всех этих случаях после введения олигопептидов с пищей в портальной крови обнаруживали свободные аминокислоты это свидетельствует о том, что олигопептиды подвергаются гидролизу после всасывания. В отдельных случаях отмечают всасывание больших пептидов. Например, некоторые растительные токсины, в частности абрин и рицин, а также токсины ботулизма, холеры и дифтерии всасываются непосредственно в кровь. Дифтерийный токсин (мол. масса 63000), наиболее изученный из токсинов, состоит из двух функциональных полипептидов связывающегося со специфическим рецептором на поверхности чувствительной клетки и другого — проникающего внутрь клетки и оказывающего эффект, который чаще всего сводится к торможению внутриклеточного синтеза белка. Транспорт этих двух полипептидов или целого токсина через двойной липидный слой биомембран до настоящего времени считается уникальным и загадочным процессом. [c.426]

Каждая из известных (встречающихся в природе) аминокислот освобождает одну молекулу азота за исключением пролина н окси-пролина, которые совсем не реагируют, и лизина, который дает две молекулы азота. Отмечается недостаток реакционной способности у аминогруппы остатка гуанидина в аргинине, креатине и самом гуанидине. Точно так же не рёагирует иминный азот пептидов за исключением глицилглицин а. У всех аминокислот кроме гликоколя, цистина и серина можно получить хорошие результаты при П0МО1ЦИ киспого перманганата. При анализах гликоколя результаты могут превысить истинные на много процентов, если работать с кислым перманганатом. У серина ошибка меньше. Повидимому, часть образующегося из гликоколя диазосоединения разрушается полностью при действии азотистой кислоты. Это сйъ-ясняет образование СО2 из этих аминокислот и освобождение вторичного азота из пептида. [c.765]

Значительное затруднение при расшифровке последовательности аминокислот может возникнуть, если в молекуле анализируемого белка присутствуют остатки цистеина или цистина. При окислении цистеина образуются S—S-мостики, которые не только являются причиной ошибочных выводов, но и препятствуют дальнейшему анализу, так как содержащие их белки и полипептиды весьма устойчивы к ферментативному расщеплению. Поэтому до проведения анализа рекомендуется избавляться от S—5-мостиков и предотвращать спонтанное окисление свободных SH-rpynn. Кроме того, следует иметь в виду возможность SH/S—S-обмена. Если в реакционной смеси одновременно присутствуют свободные SH-группы и S—S-мостики, в ней могут происходить перестройки, при которых связанные S—S-мостиком пары пептидов обмениваются своими партнерами [c.33]

Толуол — пиридин —этиленхлоргидрин — 0,8 н. аммиак -Ь[30 4-+ 60 + 60) ( толуол -система [45]). Верхняя фаза служит для хроматографического анализа, нижняя — для предварительной обработки слоя (см. стр. 422). Эта система дает пятна с длинной бородой , что, естественно, связано с известными потерями вещества. Благодаря прекрасным разделительным свойствам этой системы мы используем ее в первом направлении при двумерной хроматографии. Мы считаем пока эту систему незаменимой и миримся с необходимостью предварительной обработки пластинок. Эта система обеспечивает, например, отделение ДНФ-фенилаланияа от ДНФ-метионина, ДНФ-норлейцина от ДНФ-валина, ДИФ- -аланина от ДНФ-лейцина, ДНФ-а-амино-и-масляной кислоты от ДНФ-пролина, ДНФ-аланина от ДНФ-саркозина кроме того, отделение группы, ди-ДНФ-аминокислот (кроме ди-ДНФ-цистина) от низших ДНФ-аминокислот и ДНФ-производных низших аминокислот от ДНФ-производных кислых аминокислот, причем последние остаются в точке старта. [c.418]

В настоящее время амперометрическое титрование применяется очень часто для анализа органических веществ. По литературным данным, число различных соединений, определяемых амперометрически, достигает примерно 200. В основном это соединения, содержащие сульфгидрильные группы, различные органические перекиси, кислоты, фенолы, самые разнообразные фармацевтические препараты. В качестве реактивов используются главным образом окислители, в некоторых случаях — осадители, как, например, соли серебра или ртути при титровании цистина. [c.170]

Методики анализа цистина, цистеина, глутатиона и белковых сульфги-дрильных и дисульфидных групп, основанные на использовании каталитических волн соединений, содержащих группы —5Н или 5 — 5, приведены в разделе У-П. [c.387]

Косвенное определение сульфгидрильных групп в белках основано на соединении с л-хлормеркурбензоатом натрия и полярографическом восстановлении [90, 174]. При pH 7 восстановление продукта реакции происходит при более отрицательном потенциале полуволны, чем восстановление п-хлормеркурбензоата. Высота первой волны пропорциональна концентрации в области 0,001—0,0001 М. Метод был проверен на цистеине, альбуминах и глобулинах. Цистин, метионин, кислород, иодид и гидросульфит мешают анализу. [c.394]

В гидролизатах коллагена и эластина содержатся десмозин и изодесмозин их разделяли в модифицированных условиях по одноколоночной [59, 60], а также по двухколоночной схемам анализа [61, 62]. Множество работ посвящено хроматографии серусодержащих аминокислот. Определены объемы выхода производных цистеина [63] и цистина, полученных после модификации белков и последующего гидролиза [64]. Найдены условия разделения производных лизина, полученных при модификации нативного белка, а также разработаны условия ускоренного анализа этих соединений [65, 66]. Метилгистидин и некоторые редкие аминокислоты разделяли на 15-сантиметровой колонке [67]. При снижении скорости потока в реакторе вдвое было достигнуто 10—20-кратное увеличение чувствительности при определении N-метиламинокислот, которые разделяли в специально разработанных условиях [68]. Триптофан и его производные разделяли на амберлите G-50 [69]. [c.349]

Результаты анализа по сожжению известной смеси цистина и н-нонакозана, содержащих Н, С, О, N. 8. Из сообщения АНИИП 6-64 [c.246]

Таким образом, для чисто химических или физико-химических исследований основным требованием является точность для широкого обзора в области пищевых белков самое первое, что нужно, это — получить возможно больше материала по присутствию и содержанию незаменимых аминокпслот. В нашей практике часто встречалось, что пищевой белок является хорошим источником больщинства незаменимых аминокислот, которые легко определить (именно цистин, метионин, аргинин, гистидин, лизин, тирозин и триптофан), и все же неполноценен в отношении других аминокислот, для выявления которых нет простых и точных способов определения. Если в таких случаях руководствоваться только анализами первой группы аЛтинокислот, то можно было бы впасть в серьезную ошибку при биологической оценке данного белка. Поэтому только полный анализ аминокислот, имеющих значение для питания, может дать правильную и полноценную картину исследуемых продуктов, даже если определение отдельных аминокислот будет произведено не абсолютными, а скорее сравнительными методами. [c.9]

За немногими исключениями, все методы аминокиачотного анализа требуют предварительного гидролиза белка. Чувствительность каждой аминокислоты к гидролизу изменяется не только с условиями гидролиза, но и в зависимости от сопутствующих белку веществ. Например, было показано, что цистин и цистеин могут разрушаться прп кислотном гидролизе в присутствии углеводов, но не распадаются в отсутствие последних. [c.10]

Было предположено компенсировать тормозящее действие аммиака и других веществ вычерчиванием кривой кажущегося содержания аргинина во взятом для анализа количестве белка [127]. Полагают, что при экстраполяции кривой до нулевой концентрации белка можно получить истинное значение аргинина. Такой общий метод был применен ранее Краусом и Ра-гинсом для триптофана и Бёшиллом, Лемпитом и Бекером для определения цистина. [c.53]

Опыт показал, что исходный гидролиз белков до аминокислот является одним из серьезных препятствий при проведении анализа. За исключением спектрографических методов для ароматических а.минокислот (см. гл. 1J) и некоторых реакций на цистин (см. гл. III), имеется лишь один общий принцип исследования белков без предварительного гидролиза, при помощи которого можно будет достигнуть достаточной точности. Это наблюдение Видла и Татума Г60], нашедших, что под влиянием рентгеновских лучей возможно вывести определенные штаммы neurospora, которые нормально развиваются на полноценной питательной среде, но почти не растут, если в среде нехва ает одного ингредиента. Удалось среди 2000 выведенных штаммов выбрать три таких. мутанта. Один из них не обладал способностью синтезировать пиридоксин, другой — тиамин, а третий не был в состоянии обойтись без добавления л-аминобензойной кислоты. Если бы удалось вывести подобные штаммы из этого или другого вида микроорганизмов, которые реагировали бы таким же образом на определенные аминокислоты в неизмененной белковой молекуле, то открылся бы путь для создания нового метода анализа. [c.350]

Несколькими исследователями разработаны ускоренные методы хроматографического анализа аминокислот не только для обнаружения многих врожденных дефектов метаболизма, о которых упоминалось выше, но и для быстрого анализа многих аминокислот физиологических жидкостей. Так, Льюис [79] использовал короткую ионообменную колонку для определения метионина и цистина. Для разделения при комнатной температуре была использована колонка размером 40X1.5 см, заполненная смолой зеокарб-225 (>200 меш) пробу предварительно окисляли. При скорости течения буферного раствора 200 мл/ч цистеиновая кислота элюируется при объеме элюата 36—40 мл. [c.13]

Двухчасовой метод анализа, смола иК-ЗО для кислых и нейтральных аминокислот. При увеличении pH первого буфера (pH 3,488 0,20 н. раствор) ухудшается разрешение сдвоенных пиков аминокислот треонина и серина. Кроме того, ухудшается разделение между пиками серина и глутаминовой кислоты, глицина и аланина. Цистин в этом случае элюируется быстрее и лучше отделяется от глицина. [c.41]

Одноколоночный метод анализа, смола иЯ-40. Поддерживая постоянными температуру колонки, концентрацию ионов натрия и цитрат-ионов и скорость течения буфера, варьируют величину pH первого буфера. Понижение pH с 3,545 до 3,515 ухудшает разделение треонина и серина (отношение высоты впадины к высоте пика равно 0,07 определение этого понятия см. в разд. 1.5.1). Цистин элюируется из колонки медленнее, но разделение серина и глутаминовой кислоты улучшается приблизительно до 0,19. Увеличение pH второго буфера с 4,25 до 4,30 при прочих неизменных условиях анализа ухудшает разделение изолейцина и лейцина. При увеличении pH третьего буфера гистидин элюируется быстрее. [c.41]

Кислые и нейтральные аминокислоты. Эти аминокислоты анализируются в тех же условиях, что и основные аминокислоты, за исключением элюирующих буферов. Вначале аминокислоты элюируют 0,2 н. натрийцитратным буфером pH 3,488+0,005, который через 30 мин после начала анализа заменяют на 0,2 и. натрийцитратный буфер pH 4,404 0,010. Продолжительность анализа 115 мин. Следует отметить, что в таких условиях в отличие от четырехчасового анализа цистин элюируется до глицина, между пиками пролина и глицина. (Состав буферных растворов см. в табл. 2.) [c.60]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология