Аминокислоты, анализ цистин

Рибонуклеаза. — Одна из рибонуклеаз была выделена в кристаллическом виде из бычьей поджелудочной железы Купит-цем (1940). Панкреатическая рибонуклеаза гидролизует рибонуклео-тидные связи, в которых пиримидиновый нуклеозид этерифицирован по З -положению сахара. Этот фермент содержит 124 остатка аминокислот и четыре дисульфидные связи. Установление первичной структуры этого фермента Муром и Штейном (1960) явилось важной вехой в химии белка. Последовательность частично была определена на окисленной рибонуклеазе, которая при энзиматическом расщеплении дает 24 пептида. Их размеры позволяют непосредственно определить последовательность химическими и ферментативными методами. Наконец, ферментативный гидролиз нативного белка, разделение содержащих цистин пептидов, окисление их до цистеиновых пептидов и аминокислотный анализ последних позволили выяснить, каким образом восемь по-луци1стинооых о статков связаны друг с другом (рис. 27, стр. 740). [c.739]

Метод гидразинолиза обладает рядом специфических недостатков. Так, при обработке гидразином распадаются частично иЛи полностью такие аминокислоты, как цистеин и цистин, аспарагин и глютамин, а также дикарбоновые аминокислоты. Гидразиды некоторых аминокислот оказываются недостаточно устойчивыми и в ходе последующей обработки могут перейти в свободные аминокислоты. Это,является основным пороком метода и часто делает его непригодным для анализа ряда белков. Тем не менее этот метод находит широкое применение в ряде лабораторий и по сей день. Причиной этого является его относительная простота и возможность применения для анализа тех белков, у которых гидразиды С-концевых аминокислот достаточно устойчивы. [c.72]

С точки зрения питательной ценности кормов содержание цистина и Цис в веществах растительного происхождения имеет очень важное значение. Его можно определить прямым путем, но это требует огромных затрат труда, а полученные данные не позволяют рассчитать истинное содержание аминокислот, так как в условиях гидролиза они разлагаются. Обычно при количественном анализе цистина и Цис их предварительно окисляют надмуравьиной кислотой и затем определяют в смеси устойчивую цистеиновую кислоту. [c.262]

Обсуждение. Порядок выхода аминокислот на этой колонке такой же, как и на длинной колонке, заполненной смолой иК-ЗО (см. рис. 6), с той лишь разницей, что содержащиеся в пробе цистеиновая кислота, таурин и мочевина будут элюироваться несколько раньше. При использовании колонки (26 см), заполненной смолой иН-40, величина отношения высоты впадины между пиками к высоте большего пика пары разделяемых аминокислот равна для пары треонин-серин 0,40, серин — глутаминовая кислота 0,23, глицин —аланин 0,10 и тирозин — фенилаланин 0,16. В условиях данного анализа цистин выходит между пролином и глицином, а гистидин — до лизина. После лизина вымываются аммиак и аргинин. Состав буферов приведен в табл. 2. [c.72]

Анализ аминокислотного состава включает полный кислотный гидролиз исследуемого белка или пептида с помощью 5,7 н. соляной кислоты и количественное определение всех аминокислот в гидролизате. Гидролиз образца проводится в запаянных ампулах в вакууме при ПО "С в течение 24 ч. При этом полностью разрушается триптофан и частично серии, треонин, цистин и цистеин. а глутамин и аспарагин превращаются соответственно в глутаминовую и аспарагиновую кислоты. В то же время пептидные связи, образованные аминокислотными остатками с разветвленной боковой цепью (Val, Не. Leu), из-за стерических препятствий гидролизуются частично. Особенно стабильны связи Val—Val. Ile—Ile, Val—De и Ile—Val. [c.34]

Аминокислоты следует по возможности освободить от сопутствующих примесей. Если проводят контрольный опыт для сравнения величин то применяют набор чистых аминокислот, который в настоящее время имеется в продаже , и готовят из них растворы, содержащие в 1 мл по 1 мг каждого из исследуемых веществ. Растворителем служит преимущественно вода с добавкой около 10% к-пропанола такие растворы сохраняются в холодильнике и даже при комнатной температуре в течение 2—4 недель. Труднорастворимые аминокислоты тирозин и цистин растворяют в 0,1 н. соляной кислоте. Наносят 0,5 или 1 цл раствора, что соответствует 0,5 или 1 лг аминокислоты. При применении солянокислых эталонных растворов рекомендуется подкислять также неизвестные анализируемые пробы и перед хроматографическим анализом в течение 15—20 мин обдувать пластинку воздухом для удаления избытка соляной кислоты. В методе хроматографии на бумаге обычно принято соляную кислоту нейтрализовать парами аммиака. При этом, однако, необходима осторожность. Аммиак сравнительно легко удерживается силикагелем, в результате чего при применении нейтральных растворителей возникает опасность проведения анализа в более или менее щелочной среде. Аминокислоты в кислом белковом или пептидном гидролизате (см. ниже) почти всегда существуют в виде гидрохлоридов. Их раствор в воде соответствует приблизительно 0,1 н. раствору соляной кислоты. Аминокислоты в экстрактах из животных и растительных тканей и в таких жидкостях, как моча, сыворотка и т. д., перед нанесением необходимо отделить от примесей и осуществить хроматографический анализ в виде ДНФ-ами- [c.395]

Полярографический анализ очень важных биологически серусодержащих аминокислот и белков явился предметом многочисленных исследований. Было изучено [125, 126, 138, 139] анодное восстановление цистеина, который содержит группу —8Н, на КРЭ и платиновом электроде, а также восстановление цистина, который содержит группу —5—5—, на КРЭ. [c.391]

Электрохимические исследования аминокислот, нуклеиновых кислот и белков непосредственно связаны между собой, поскольку первые являются структурными элементами более сложных макромолекул. Электрохимические исследования двадцати основных 1-а-аминокислот [230—232] показали, что только шесть из них — цистеин, цистин, метионин, гистидин, тирозин и триптофан — окисляются на пирографитовом и стеклоуглеродном электродах. В области pH от 1 до 10 их окисление протекает необратимо при н.и.э.>1,0 В, причем с ростом pH потенциал полуволны или максимум тока смещается в отрицательную сторону. Процессы окисления сопровождаются пассивацией электрода продуктами реакции. По данным ЯМР- и ИК-спектроскопии, продукты реакции имеют сложную полимерную структуру, что не позволяет пока перейти к детальному анализу механизма. Тем не менее полученные результаты оказались полезными при интерпретации электрохимического поведения белков, адсорбированных на графитовых электродах [245, 246]. [c.163]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола иЦ-ЗО, литий-цитратные буферы. В общем по мере увеличения концентрации ионов лития время анализа сокращается. При увеличении концентрации Ы+ с 0,20 до 0,35 н. глутаминовая кислота элюируется значительно раньше, вплоть до совпадения ее пика с пиком аспарагина. Пролин и глицин не разделяются, а цистин элюируется вместе с валином. Не разделяются также метионин и цистатионин, а р-аланин элюируется вместе с фенилаланином. [c.44]

Полипептидные цепи в молекулах белков часто бывают связаны между собой за счет дисульфидных связей цистина, которые способны образовывать мостики между разными участками одной цепи или разных цепей, разрываться и вновь образовываться, связывая другие участки цепей. Дисульфидные связи мещают определению последовательности аминокислот и поэтому их разрушают перед анализом, окисляя надмуравьиной кислотой или восстанавливая сульфгидрильными соединениями, как бы освобождая при этом сами цепи. [c.25]

Гидролиз пищевых продуктов. Чаще всего при определении аминокислотного состава пищевых продуктов используют кислотный гидролиз в 6 н. растворе НС1, проводимый в запаянных ампулах при температуре ПО—120°С в продолжение 22—24 ч [38, 48, 61]. Необходимо отметить, что гидролиз — наиболее несовершенная операция в аминокислотном анализе, так как в белках содержится несколько лабильных аминокислот (треонин, серин, цистин, метионин, гистидин, триптофан, тирозин), которые, по мнению многих авторов, заметно разрушаются даже при кратком кислотном гидролизе другие (валин, лейцин, изолейцин), наоборот, с трудом высвобождаются из полипептидных цепей при длительных сроках гидролиза (в течение 70—80 ч). Поэтому для определения истинных количеств аминокислот в белках при особо точных исследованиях гидролизуют несколько (3—4) проб белка при различных сроках (20—80 ч). Путем построения графиков зависимости количества аминокислот от длительности гидролиза находят истинное значение содержания лабильных аминокислот, экстраполируя кривую к начальному моменту гидролиза. [c.190]

Эта реакция не пригодна для отщепления С-концевых остатков пролина, так как они не образуют тиогидантоин, остатков аспарагиновой и глутаминовой кислот, которые образуют циклические ангидриды, а не тиогидантоины (аспарагин и глутамин, наоборот, дают тиогидантоины [301]), а также остатков серина, треонина, цистина, аргинина и лизина [19, 301], которые неустойчивы при циклизации или регенерации аминокислоты из тиогидантоинового производного. Таким образом, этот метод находит весьма ограниченное применение для прямого определения строения пептидов и белков. Для определения С-концевого остатка по разности [107] реакция может оказаться более полезной, но ее все же нельзя использовать для определения аспарагиновой и глутаминовой кислот и пролина. Однако путем микробиологического анализа [107], специфичного для остатков /-аминокислот, эти аминокислоты могут быть определены по потере оптической активности на 50% вследствие рацемизации в том случае, когда они являются С-концевыми. [c.247]

Так как аминокислотный состав различных белков варьирует (см. табл. 1) в широких пределах, то можно было ожидать значительных отличий в содержании аминокислот при различных рационах. Однако анализ важнейших продуктов питания показывает, что общее содержание аминокислот в смеси белков хорошо сбалансировано и колеблется в небольших пределах. Белки молока, сыворотки, яиц, мяса, рыбы, мозга, проростков зерна, соевых бобов и фибрина содержат 1—2% цистина и цистеина, 5—7% аргинина, 2—3% гистидина, 5—8 о/о лизина, 3—5% тирозина, 1—2% триптофана, 4—6% треонина, 4—6% валина, 10—20% лейцина и 3—5% изолейцина [45]. Очевидно, белки всех этих пищевых продуктов могут заменять друг друга в [c.369]

Кислые и нейтральные аминокислоты. Эти аминокислоты анализируются в тех же условиях, что и основные аминокислоты, за исключением элюирующих буферов. Вначале аминокислоты элюируют 0,2 н. натрийцитратным буфером pH 3,488+0,005, который через 30 мин после начала анализа заменяют на 0,2 и. натрийцитратный буфер pH 4,404 0,010. Продолжительность анализа 115 мин. Следует отметить, что в таких условиях в отличие от четырехчасового анализа цистин элюируется до глицина, между пиками пролина и глицина. (Состав буферных растворов см. в табл. 2.) [c.60]

Связь амидного азота с у арбоксильной группой аспарагиновой кислоты и 6-карбоксильной группой глутаминовой кислоты доказана выделением аспарагина и глутамина после ферментативного гидролиза белка. Количество первичных аминогрупп в белке или в гидролизате может быть точно определено микрометодом Ван-Слайка (1911). Кислота, содержащая первичную аминогруппу, реагирует с азотистой кислотой с количественным выделением азота последний определяется манометрически. В лизине и а- и е-аминогруппы могут быть определены по Ван-Слайку, в аргинине реагирует только а-аминогруппа и не реагирует гуанидогруппа ЫН-группы пролина, триптофана и гистидина в этих условиях азот не выделяют глутамин дает 2 моль азота. Этот метод может быть применен для анализа гидролизата, осаждаемого фосфорновольфрамовой кислотой. Осадок содержит три основные аминокислоты и цистин, количество которого может быть вычислено, исходя из результатов анализа общего азота (по Кьельдалю) и опре- [c.640]

Крукшанк и сотр. [31] показали, что при анализе метиловых эфиров К-ТФАпроизводных 21 аминокислоты производные всех аминокислот, кроме цистина и гистидина, давали воспроизводимость отношения площадей пиков в пределах 10% (площадь пика метилового эфира К-ТФАпроизводного аланина была принята за единицу). Воспроизводимость для десяти аминокислот была в пределах 5 %. Плохую воспроизводимость в случае цистина ( 30,0%) и гистидина ( 15,7%) авторы объясняют разложением этих соединений благодаря наличию в их молекулах реакционноспособных функциональных групп — сульфгидрильной и ими-дазольной соответственно. [c.70]

После облучения рибонуклеазы в растворе (1 мг фермента в 1 мл НгО) физико-химический анализ выявил следующие структурные повреждения образование агрегатов макромолекул (увеличивается внутренняя вязкость и возникают дополнительныг фракции при гельфильтрации) появление свободных SH-rpynn селективное -разрушение аминокислот — метионина, цистина, лизина, тирозина, фенилаланина, гистидина изменение конформации (увеличивается перевариваемость молекул трипсином). Все эти структурные изменения обнаружены при дозе, близкой к D37, когда каждая молекула испытала в среднем по одному ин- [c.113]

Обычно в справочных таблицах химического состава пищевых продуктов указьюают 1 или 2 лимитирующие аминокислоты. В связи с тем, что точность аминокислотного анализа, как отмечалось вьпие, составляет примерно 5 % отн., то величина скора 95 % и выше приравнивается к 100% и в настоящем издании таблиц (как и в предьщущем) в подобных случаях в соответствующей графе о наличии лимитирующей аминокислоты ставится слово Нет . Поэтому в вышеуказанном примере в таблицах должны быть указаны только две лимитирующие аминокислоты — метионин + цистин (скор 71 %) и лизин (скор 73 %). [c.286]

Рассмотрение принципа действия и особенностей использования аминокислотного анализатора начнем с того, что сформулируем представления об анализируемом препарате. Для наиболее интересного случая — анализа состава белка — им является смесь 20 природных аминокислот. Все компоненты этой смеси представляют одинаковый интерес, подлежат полному разделению и количественной оценке. Интервал. молекулярных масс простирается ог 75 (Gly) до 204 (Тгр), диапазон значений р1 — от 2,97 (Glu) до 10,76 (Arg). Различия в стеиени гидрофобности тоже выражены сильно от гидрофильных дикарбоновых и оксикислот до весьма гидрофобных, несущих довольно протял<енные алифатические и ароматические боковые группы. Заметим сразу, что такие различия должны облегчить задачу хроматографического разделенпя, но вряд лн позволят обойтись без ступенчатой смены элюентов. В обычных условиях хроматографии все алшнокислоты достаточно устойчивы, но следует обратить внимание с этой точки зрения и на предшествующий хроматографии этап исчерпывающего гидролиза белков и пептидов (от него будут зависеть и результаты анализа). Агрегация аминокислот маловероятна, за исключением возможности окисления цистеинов до цистинов. Не-специфическая сорбция за счет гидрофобных взаимодействий с материалом матрицы безусловно возможна, но здесь она будет использоваться в интересах фракционирования. [c.515]

В методе анализа аминокислот и пептидов, предложенном Бови и Тайерсом [78], в качестве растворителя используется трифтор-уксусная кислота. Преимущества этого растворителя по сравнению с водой или 020 в том, что он позволяет точно определить значения химических сдвигов. Трифторуксусную кислоту можно использовать и в качестве стандарта. Для этого приготавливают ее растворы с концентрацией 207о (вес/объем). Глицин, цистеин и цистин менее растворимы в этой кислоте, однако можно получить и их спектры. В анализе, описанном в работе [78], спектры были получены при частоте 40 МГц. Анализируемые растворы приготавливали, растворяя 100 мг анализируемого соединения в [c.306]

Данные о специфичности транспорта аминокислот через биомембраны клеток были получены при анализе наследственных дефектов всасывания аминокислот в кишечнике и почках. Классическим примером является цистинурия, при которой резко повышено содержание в моче цистина, аргинина, орнитина и лизина. Это повышение обусловлено наследственным нарушением механизма почечной реабсорбции. Цистин относительно нерастворим в воде, поэтому он легко выпадает в осадок в мочеточнике или мочевом пузыре, в результате чего образуются цистиновые камни и нежелательные последствия (закупорка мочевыводящего тракта, развитие инфекции и др.). Аналогичное нарушение всасывания аминокислот, в частности триптофана, наблюдается при болезни Хартнупа. Доказано всасывание небольших пептидов. Так, в опытах in vitro и in vivo свободный глицин всасывался значительно медленнее, чем дипептид глицилглицин или даже трипептид, образованный из трех остатков глицина. Тем не менее во всех этих случаях после введения олигопептидов с пищей в портальной крови обнаруживали свободные аминокислоты это свидетельствует о том, что олигопептиды подвергаются гидролизу после всасывания. В отдельных случаях отмечают всасывание больших пептидов. Например, некоторые растительные токсины, в частности абрин и рицин, а также токсины ботулизма, холеры и дифтерии всасываются непосредственно в кровь. Дифтерийный токсин (мол. масса 63000), наиболее изученный из токсинов, состоит из двух функциональных полипептидов связывающегося со специфическим рецептором на поверхности чувствительной клетки и другого — проникающего внутрь клетки и оказывающего эффект, который чаще всего сводится к торможению внутриклеточного синтеза белка. Транспорт этих двух полипептидов или целого токсина через двойной липидный слой биомембран до настоящего времени считается уникальным и загадочным процессом. [c.426]

Каждая из известных (встречающихся в природе) аминокислот освобождает одну молекулу азота за исключением пролина н окси-пролина, которые совсем не реагируют, и лизина, который дает две молекулы азота. Отмечается недостаток реакционной способности у аминогруппы остатка гуанидина в аргинине, креатине и самом гуанидине. Точно так же не рёагирует иминный азот пептидов за исключением глицилглицин а. У всех аминокислот кроме гликоколя, цистина и серина можно получить хорошие результаты при П0МО1ЦИ киспого перманганата. При анализах гликоколя результаты могут превысить истинные на много процентов, если работать с кислым перманганатом. У серина ошибка меньше. Повидимому, часть образующегося из гликоколя диазосоединения разрушается полностью при действии азотистой кислоты. Это сйъ-ясняет образование СО2 из этих аминокислот и освобождение вторичного азота из пептида. [c.765]

Значительное затруднение при расшифровке последовательности аминокислот может возникнуть, если в молекуле анализируемого белка присутствуют остатки цистеина или цистина. При окислении цистеина образуются S—S-мостики, которые не только являются причиной ошибочных выводов, но и препятствуют дальнейшему анализу, так как содержащие их белки и полипептиды весьма устойчивы к ферментативному расщеплению. Поэтому до проведения анализа рекомендуется избавляться от S—5-мостиков и предотвращать спонтанное окисление свободных SH-rpynn. Кроме того, следует иметь в виду возможность SH/S—S-обмена. Если в реакционной смеси одновременно присутствуют свободные SH-группы и S—S-мостики, в ней могут происходить перестройки, при которых связанные S—S-мостиком пары пептидов обмениваются своими партнерами [c.33]

Толуол — пиридин —этиленхлоргидрин — 0,8 н. аммиак -Ь[30 4-+ 60 + 60) ( толуол -система [45]). Верхняя фаза служит для хроматографического анализа, нижняя — для предварительной обработки слоя (см. стр. 422). Эта система дает пятна с длинной бородой , что, естественно, связано с известными потерями вещества. Благодаря прекрасным разделительным свойствам этой системы мы используем ее в первом направлении при двумерной хроматографии. Мы считаем пока эту систему незаменимой и миримся с необходимостью предварительной обработки пластинок. Эта система обеспечивает, например, отделение ДНФ-фенилаланияа от ДНФ-метионина, ДНФ-норлейцина от ДНФ-валина, ДИФ- -аланина от ДНФ-лейцина, ДНФ-а-амино-и-масляной кислоты от ДНФ-пролина, ДНФ-аланина от ДНФ-саркозина кроме того, отделение группы, ди-ДНФ-аминокислот (кроме ди-ДНФ-цистина) от низших ДНФ-аминокислот и ДНФ-производных низших аминокислот от ДНФ-производных кислых аминокислот, причем последние остаются в точке старта. [c.418]

В гидролизатах коллагена и эластина содержатся десмозин и изодесмозин их разделяли в модифицированных условиях по одноколоночной [59, 60], а также по двухколоночной схемам анализа [61, 62]. Множество работ посвящено хроматографии серусодержащих аминокислот. Определены объемы выхода производных цистеина [63] и цистина, полученных после модификации белков и последующего гидролиза [64]. Найдены условия разделения производных лизина, полученных при модификации нативного белка, а также разработаны условия ускоренного анализа этих соединений [65, 66]. Метилгистидин и некоторые редкие аминокислоты разделяли на 15-сантиметровой колонке [67]. При снижении скорости потока в реакторе вдвое было достигнуто 10—20-кратное увеличение чувствительности при определении N-метиламинокислот, которые разделяли в специально разработанных условиях [68]. Триптофан и его производные разделяли на амберлите G-50 [69]. [c.349]

Таким образом, для чисто химических или физико-химических исследований основным требованием является точность для широкого обзора в области пищевых белков самое первое, что нужно, это — получить возможно больше материала по присутствию и содержанию незаменимых аминокпслот. В нашей практике часто встречалось, что пищевой белок является хорошим источником больщинства незаменимых аминокислот, которые легко определить (именно цистин, метионин, аргинин, гистидин, лизин, тирозин и триптофан), и все же неполноценен в отношении других аминокислот, для выявления которых нет простых и точных способов определения. Если в таких случаях руководствоваться только анализами первой группы аЛтинокислот, то можно было бы впасть в серьезную ошибку при биологической оценке данного белка. Поэтому только полный анализ аминокислот, имеющих значение для питания, может дать правильную и полноценную картину исследуемых продуктов, даже если определение отдельных аминокислот будет произведено не абсолютными, а скорее сравнительными методами. [c.9]

За немногими исключениями, все методы аминокиачотного анализа требуют предварительного гидролиза белка. Чувствительность каждой аминокислоты к гидролизу изменяется не только с условиями гидролиза, но и в зависимости от сопутствующих белку веществ. Например, было показано, что цистин и цистеин могут разрушаться прп кислотном гидролизе в присутствии углеводов, но не распадаются в отсутствие последних. [c.10]

Опыт показал, что исходный гидролиз белков до аминокислот является одним из серьезных препятствий при проведении анализа. За исключением спектрографических методов для ароматических а.минокислот (см. гл. 1J) и некоторых реакций на цистин (см. гл. III), имеется лишь один общий принцип исследования белков без предварительного гидролиза, при помощи которого можно будет достигнуть достаточной точности. Это наблюдение Видла и Татума Г60], нашедших, что под влиянием рентгеновских лучей возможно вывести определенные штаммы neurospora, которые нормально развиваются на полноценной питательной среде, но почти не растут, если в среде нехва ает одного ингредиента. Удалось среди 2000 выведенных штаммов выбрать три таких. мутанта. Один из них не обладал способностью синтезировать пиридоксин, другой — тиамин, а третий не был в состоянии обойтись без добавления л-аминобензойной кислоты. Если бы удалось вывести подобные штаммы из этого или другого вида микроорганизмов, которые реагировали бы таким же образом на определенные аминокислоты в неизмененной белковой молекуле, то открылся бы путь для создания нового метода анализа. [c.350]

Несколькими исследователями разработаны ускоренные методы хроматографического анализа аминокислот не только для обнаружения многих врожденных дефектов метаболизма, о которых упоминалось выше, но и для быстрого анализа многих аминокислот физиологических жидкостей. Так, Льюис [79] использовал короткую ионообменную колонку для определения метионина и цистина. Для разделения при комнатной температуре была использована колонка размером 40X1.5 см, заполненная смолой зеокарб-225 (>200 меш) пробу предварительно окисляли. При скорости течения буферного раствора 200 мл/ч цистеиновая кислота элюируется при объеме элюата 36—40 мл. [c.13]

Двухчасовой метод анализа, смола иК-ЗО для кислых и нейтральных аминокислот. При увеличении pH первого буфера (pH 3,488 0,20 н. раствор) ухудшается разрешение сдвоенных пиков аминокислот треонина и серина. Кроме того, ухудшается разделение между пиками серина и глутаминовой кислоты, глицина и аланина. Цистин в этом случае элюируется быстрее и лучше отделяется от глицина. [c.41]

До разработки метода перметилирования было показано, что пептиды, содержащие несколько трифункциональных аминокислот, могут быть подвергнуты масс-спектрометрическому анализу при условии, что дикарбоновые аминокислоты (Asp, Glu) этери-фицированы по их свободным карбоксильным группам, тирозин представлен в виде 0-метилового эфира, а лизин — е-ацилирован производные цистина и гистидина дают масс-спектры без модификации боковых цепей [25]. Только аргинин вызывает наибольшие затруднения. Шемякин и сотр. [26] показали, что арги-ниновые пептиды могут быть сконденсированы с Р-дикетонами (например, ацетилацетоном) с образованием пиримидиновых производных, которые дают хорошие масс-спектры (см. также Веттер-Дихтел и сотр. [27]). Шемякин и сотр. [26] далее показали, что обработка аргининовых пептидов гидразином приводит к образованию соответствующих орнитиновых производных. [c.217]

На колонку наносят пробу аминокислот в количестве, составляющем половину пробы для 150-сантиметровой колонки. Элюцию проводят при 50° буферным раствором pH 5,28 со скоростью 30 мл час. Первым пиком из колонки выходит смесь кислых и нейтральных аминокислот, затем смешанный пик фенилаланина и тирозина после этого основные аминокислоты и аммиак в последовательности лизин, гистидин, NHз, аргинин. Удерживаемый объем последнего составляет около 115—120 мл, т. е. для анализа требуется около 4 час. Положение гистидина, как и цистина, на выходной кривой весьма чувствительно к pH буферного раствора, значение которого должно быть таким, чтобы гистидин выходил между пиками лизина и КНд. Для лучшего разделения основных аминокислот рекомендуют вместо 15-сантиметровой колонки использовать колонку длиной в 30 см. Короткая колонка работает без регенерации, так как в большинстве исследуемых смесей нет нингидринположительных веществ, сорбирующихся па колонке сильнее аргинина. При необходимости регенерировать колонку через нее пропускают 10 мл 0,35 н. раствора МаОН, содержащего детергент, а затем 80 мл буферного раствора pH 5,28. [c.135]

Определение серусодержащих аминокислот. Большинство исследователей считает, что при кислотном гидролизе цистин и цистеин сильно разрушаются и их следует определять, проводя отдельный анализ [63, 65]. Хороший метод для этой цели был разработан Муром [56]. Подлежащий исследованию белок предварительно (для окисления цистина и цистеина в устойчивую при кислотном гидролизе цистеиновую кислоту) обрабатывается надмуравьиной кислотой [64]. Избыток надмуравьиной кислоты разрушается воздействием НВг, легко удаляемой из системы под вакуумом. После гидролиза в 6 и. растворе НС1 проводится анализ на ионнообменной колонке с сульфированным полистиролом (Дауэкс 50X8), при котором цистеиновая кислота определяется с высокой точностью. В других случаях для окисления цистеина в цистин гидролизат белка подщелачивают до pH 6,8 и оставляют на воздухе в течение 4 ч [53]. [c.192]

Особое затруднение при количественном анализе аминокислот в виде сложных эфиров их N-TФAпpoизвoдныx вызывает разделение гистидина и триптофана, так как каждое из этих производных элюируются двумя пиками [25, 33]. Сначала элюируются диацил-производные этих аминокислот, затем моноацилпроизводные. При анализе бутиловых эфиров К-ТФАпроизводных аминокислот на одной колонке не было получено количественного и воспроизводимого разделения аргинина, цистина и гистидина [128]. [c.70]

В 1968 г. Герке с сотр. [134] предложил для анализа указанных производных протеиновых аминокислот двухколоночную систему, в которой одна колонка служила для разделения бутиловых эфиров К-ТФАпроизводных 16 аминокислот, другая — для разделения производных аргинина, триптофана, гистидина и цистина. Гистидин в виде диацилпроизводного элюировался вместе с производным аспарагиновой кислоты, а затем диацилпроизводное гистидина было превращено на колонке в моноацилпроизводное после введения в нее бутанола. Предложенный метод давал удовлетворительные результаты разделения, но они очень зависели от точности дозировки вводимого в колонку бутанола и от конструктивных особенностей используемого прибора. [c.70]

Как недавно было показано [39], в процессе выпаривания гидролиза в вакуумном эксикаторе может возникать соединение глутаминовой кислоты с серином, которое при хроматографировании располагается между аланином и цистином. Возможно, этим объясняется то, что в работах Касселя и Лясковского для глутаминовой кислоты и серина были получены низкие величины. Исходя нз результатов анализов, авторы подразделили аминокислоты на три группы [c.79]

При исследованиях спектров комбинационного рассеяния аминокислот, проведенных Едсоллом [1,2], были получены первые оптические доказательства диполярной структуры этих веществ, и в результате более поздних работ [3—5] эти данные были полностью подтверждены. Первые иоследовання инфракрасных спектров были проведены Фрейманном и др. и Румпфом [6], изучавшими область спектров валентных колебаний ЙН. Эти авторы доказали также наличие в нейтральных аминокислотах четвертичного атома азота. Дальнейшие сведения об основных частотах были получены многими другими авторами, главным образом при изучении в области 3000 см [7—10]. Среди первых исследователей в этой области можно назвать Райта [И, 12], который впервые установил, что спектр рацемата цистина в твердом состоянии отличается от спектра любого чистого оптического изомера. Этот факт был полностью подтвержден более поздними исследователями на других аминокислотах [13, 14], и, по-видимому, так же дело обстоит и в случае мезовинной кислоты [15]. Такое отличие представляется важным для количественного анализа продуктов гидролиза белков, например при определении отношения лейцина к изолейцину, установленного Дармоном, Сатерлендом и Тристрамом [16]. [c.280]

Когда Зангер начал этот анализ, его сразу же озадачил тот факт, что содержащие цистин пептиды в его гидролизатах были весьма разнообразными. Цистин был связан с разными аминокислотами в столь различных комбинациях и положениях, что можно было подумать, будто цепи могут соединяться друг с другом поперечными связями в любом месте. Зангер скоро нашел объяснение при кислотном гидролизе молекулы инсулина серные связи цистина освобождаются и происходят самые разнообразные перекомбинации пептидов. После этого Зангер и его сотрудник А. Райль провели систематическое изучение этих реакций и им удалось найти химические вещества, тормозящие их. [c.99]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология