Химотрипсин связывание

Рис. 33. Стереоспецифическое связывание молекулы субстрата на активном центре химотрипсина

Такого рода обсуждение специфичности химотрипсина удобно вести, анализируя именно константу скорости второго порядка ( г/К ). поскольку ее значение не осложнено непродуктивным связыванием субстрата в комплексе Михаэлиса [128]. [c.158]

Обработкой данных табл. 18 в координатах Лайнуивера-Берка можно показать, что профлавин является конкурентным ингибитором а-химотрипсина. Однако зависимость в координатах (Кт(кяж), [I]) в данном случае является нелинейной (рис. 68), в отличие от простого конкурентного типа ингибирования. Одной из возможных причин подобной зависимости может быть связывание с активным центром фермента двух молекул конкурентного ингибитора [c.141]

При нековалентном связывании молекулы ингибитора активный центр а-химотрипсина претерпевает медленное обратимое [c.252]

В качестве конкретной системы можно исследовать комплекс а-химотрипсина с профлавином, который является ингибитором фермента. При уменьшении pH среды снижается связывание фермента в комплекс за счет конкурентной реакции с протонами [c.197]

Связывание субстрата можно разделить на несколько стадий. В каждой стадии принимают участие взаимодействия с атомами основной цепи химотрипсина. Рассмотрим этапы, предшествующие расщеплению химотрипсином пептидной связи со стороны карбо-лильного конца аминокислотного остатка I [537, 538]. Этот остаток [c.247]

Электростатические взаимодействия вносят вклад в специфичность трипсина к остаткам Lys и Arg. Трипсин [244, 245, 536] связывает свои субстраты существенно тем же способом, что и химотрипсин. Однако трипсин специфичен к положительно заряженным остаткам субстрата боковая цепь Lys или Arg электростатически связывается с остатком аспарагиновой кислоты на дне связывающего кармана фермента. Кристаллографические исследования комплексов трипсина и белковых ингибиторов трипсина [269, 632] показали, что способ связывания очень сходен с образованием комплекса сериновая протеаза — субстрат. Очевидно, ингибитор точно-воспроизводит субстрат. Механизм, ведущий к расщеплению субстрата трипсином и к стабилизации комплекса трипсин — ингибитор-[269, 536], рассматривается в разд. 11.2. [c.248]

Свободная энергия связывания субстрата расходуется на катализ и на обеспечение специфичности. Начиная с химотрипсина, возникла традиция раздельного рассмотрения специфических связывающих взаимодействий между субстратом и ферментом (разд. 10.2) и собственно каталитического процесса, который описывается в терминах химических модельных реакций (см. ниже). [c.274]

Механизм действия сериновых протеиназ в настоящее время понят лучше механизма любого другого типа ферментов и может служить иллюстрацией некоторых важных моментов, касающихся ферментативного катализа. Гидролиз амида может показаться не слишком сложной реакцией химику-органику. В случае же ферментативного катализа для обеспечения успешного протекания реакции необходимо очень строгое обеспечение тех стадий, которые химик может счастливо игнорировать. В противном случае будет происходить замедление реакции. Даже механизм, приведенный на схемах (28) — (34) и насчитывающий 9 отдельных стадий, является, безусловно, упрощенным. [В качестве иллюстрации можно отметить, что в последних исследованиях механизма действия химотрипсина с использованием методов быстрой кинетики в водном диметилсульфоксиде при —90°С показано наличие четырех процессов, предшествующих образованию тетраэдрического интермедиата см. схему (28) . Первым из этих процессов является связывание субстрата, остальные, по-видимому, представляют собой индуцированные субстратом конформационные изменения в ферменте, необходимые для обеспечения правильной стереохимии катализа] [63]. Нетрудно понять, почему для катализа распада такой высоко энергетической частицы, как тетраэдрический интермедиат, требуется особое обеспечение такие стадии могут в конце концов быть скоростьопределяющими в самых простых реакциях. Однако в связи с тем, что для эффективного протекания ферментативного катализа необходимы очень [c.497]

Изменяя структуру субстрата или ингибитора, можно определить, какие черты молекулы важны для связывания, и, следовательно, какие группы субстрата специфически связываются ферментом. Становится возможным, используя достаточное количество данных, представить себе геометрию центра связывания, предполагая его комплементарным структурам молекул субстрата или ингибитора, связывающихся наилучшим образом иными словами, вывести геометрию замка из формы ключа. Весьма детальные исследования такого рода в случае химотрипсина привели к формулированию требований ко всем четырем положениям, окружающим тетраэдрический а-углеродный атом аминокислотного остатка, атакуемого серином активного центра [97,98] заместители обозначены в соответствии с (58) . [c.511]

Существует множество примеров зависимости катализа и связывания от конформационных изменений. Участок связывания химотрипсина решающим образом зависит от наличия солевого мостика между аспарагиновой кислотой-194 и концевой аминогруппой изолейцина-16 (см. рис. 24.1.14). В неактивном предшественнике химотрипсина, химотрипсиногене, например, каталитические группы расположены так же, как и в нативном ферменте, но гидрофобный карман отсутствует [49]. Последний формируется в результате индуцированных образованием солевого мостика изменений конформации аспарагиновой кислоты-194 и соседних остатков аминокислот — глицина-193 и метионина-192. Согласно кинетическим экспериментам, проведенным на химотрипсине, нечто подобное происходит при протонировании свободной формы (ЫНг) изолейцина-16. Форма фермента, характерная для высоких значений pH, неактивна, так как она не способна связывать субстрат. При быстром понижении pH раствора неактивной формы фермента с 12 до 7 связывание наблюдается, но только по прошествии определенного отрезка времени (менее секунды), во время которого фермент принимает активную конформацию [111]. В этом случае конформационное изменение должно предшествовать связыванию и явно слишком медленно для того, чтобы являться частью нормального механизма. [c.516]

Высокие концентрации а-химотрипсина в значительной степени понижали сродство рецепторов диазепама [1011. Папаин и трипсин, а также фосфолипаза А оказывали несколько меньшее действие на процесс связывания. На основании этих данных, а также того, что нейраминидаза уменьшает сродство рецепторов к диазепаму, сделано заключение, что участки связывания препарата включают белки, фосфолипиды и Ы-ацетилнейраминовую кислоту. [c.262]

До сих пор ничего не говорилось о специфичности ферментов. Если трипсин, химотрипсин и эластаза обладают идентичным каталитическим механизмом, то чем они отличаются друг от друга Ответ заключается в том, что они селективны к характеру боковой цепи, следующей за той, в которой они разрывают пептидную связь. В уравнениях (21-1)-(21-3) соответствующие радикалы обозначены К и находятся непосредственно перед карбонильной группой связи, подлежащей разрыву. Каждый из трех рассматриваемых ферментов имеет на своей поверхности карман специфичности , в который входит указанный радикал при связывании субстрата. Этот карман специфичности в трипсине длинный и глубокий, с отрицательным зарядом на дне от ионизованной аспарагиновой кислоты (рис. 21-19, а). Благодаря этому трипсин благоприятствует разрыву белковой пептидной цепи по связи, следующей за положительно заряженными радикалами лизина или аргинина. В химотри тсине карман специфичности шире (рис. 21-19, б) и образован исключительно гидрофобными радикалами, поэтому химотрипсин благоприятствует разрыву пептидной связи, следующей за объемистым ароматическим радикалом, как, например, [c.322]

Молекула этого фермента не очень большая его полипептидная цепь включает 129 аминокислот. Лизоцим — первый фермент, структура которого была установлена в 1967 г. с помощью рентгеноструктурного анализа [108]. В отличие от сс-химотрипсина по одной стороне эллипсоидальной молекулы лизоцима проходит глубокая щель для связывания субстрата. Щель разделена на 6 участков AB DEF. Остаток NAM может связываться только в участках В, D и F, тогда как остатки NAG синтетического субстрата могут связываться со всеми участками. Связь, которая подвергается расщеплению, находится между участками D и Е. [c.239]

С другой стороны, эти ферменты сильно различаются по специфичности их действия. Так, сериновые протеазы а-химотрипсин и эластаза осуществляют гидролиз пептидной связи, образованной аминокислотой, содержащей в положении гидрофобную боковую группу R при этом специфичность а-химотрипсина определяется объемным гидрофобным радикалом в молекуле субстрата (типа боковой группы фенилаланина, триптофана), а для эластазы — метильной группой аланина. Механизм наблюдаемой специфичности обусловлен весьма незначительными различиями в строении активных центров этих двух ферментов. По данным рентгеноструктурного анализа, в активном центре а-химотрипсина имеется довольно вместительный гидрофобный карман , где связывается ароматическая боковая группа гидролизуемого пептида (рис. И, а ср. с рис. 9). В активном центре эластазы размеры сорбционной области, где происходит связывание метильной группы субстрата (рис. 11, б), намного меньше, чем в случае а-химотрипсина. Это вызвано тем, что вместо Gly-216 и Ser-217 см. рис. 9) в соответствующих положениях эластазной пептидной цепи расположены более объемные остатки треонина и валина [3]. [c.35]

Глобула химотрипсина содержит лишь один комплексующий центр, способный быстро и обратимо сорбировать углеводородные молекулы, — это активный центр фермента [73]. Гипотеза о существовании гидрофобной области в активном центре химотрипсина была выдвинута в начале 60-х годов на основании исследования ингибирующих свойств большого числа производных бензола, нафталина и других ароматических соединений [74—76]. Эта гипотеза находит подтверждение в том, что связывание с активным центром некоторых конкурентных ингибиторов, содержащих хромофорные группы, приводит к сдвигу их спектра в длиннойолновую область [77—79]. Анализируя величину спектрального сдвига, Кэллос и Эвейтис [80] пришли к выводу, что активный центр фермента по величине диэлектрической постоян- [c.138]

Алифатические обратимые конкурентные ингибиторы. Как видно из рис. 37, сррбционный участок активного центра малоспецифичен по отношению к структуре алифатической цепи в молекуле ингибитора (алканолы). Независимо от того, является ли алифатическая цепь нормальной или разветвленной, эффективность обратимого связывания алканола КОН на активном центре определяется валовой гидрофобностью группы К. А именно, величина lg i, характеризующая прочность комплекса, возрастает линейно (с наклоном, близким к единице) со степенью распределения 1 Р этих соединений между водой и стандартной органической фазой (н-октанол). Наблюдаемая при этом величина инкремента свободной энергии переноса СНа-группы из воды в среду активного центра равна приблизительно —700 кал/моль (2,9 кДж/моль) (для низших членов гомологического ряда). Эта величина близка к значению инкремента свободной энергии, которое следует из известного в коллоидной химии правила Дюкло—Траубе [90—92] и характерна для свободной энергии перехода жидкой СНа-группы из воды в неводную (гидрофобную) среду [85]. Все это позволяет рассматривать гидрофобную область активного центра химотрипсина как каплю органического растворителя, расположенную в поверхностном слое белковой глобулы. Эта капля либо адсорбирует гидрофобный ингибитор из воды на поверхность раздела фаз, либо, будучи расположенной несколько углубленно, полностью экстрагирует его. С точки зрения микроскопической структуры гидрофобной области правильнее было бы рассматривать ее как фрагмент мицеллы, однако такая детализация представляется излишней, поскольку известно, что свободная энергия перехода н-алканов из воды в микроскопическую среду мицеллы додецилсульфата слабо отличается от свободной энергии выхода тех же соединений из воды в макроскопическую жидкую неполярную фазу [93].. [c.142]

Механизм ъ инётической специфичности химотрипсина. Размер химически инертного фрагмента К в субстратной молекуле оказывает влияние не только на связывание субстрата ферментом, но, что более удивительно, иа кинетику химических стадий. Скорость как стадии ацилирования (Аг), так и гидролиза промежуточного ацилфермента [см. уравнение (4.28)] возрастает при увеличении гидрофобности фрагмента Н- Количественное описание кинетической специфичности дает уравнение [c.154]

В согласии с механизмом (4.40) субстратоподобный ингибитор действительно вытесняет из активного центра несколько молекул воды, как это было обнаружено при рентгеноструктурном анализе кристаллического химотрипсина [123]. Однако этот механизм не согласуется с данными по влиянию среды на гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие (см. 4 этой главы). Кроме того, механизм (4.40) противоречит тому, что двойной выигрыш свободной энергии экстракции реализуется лишь в переходном состоянии химической реакции [см. уравнение (4.39)], в то время как в комплексе Михаэлиса вклад гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия меньше [см. уравнение (4.29)]. Иными словами, в химотрипсиновом катализе не вся потенциальная свободная энергия сорбции, которую предполагает модель (4.40), равная 2АСэкстр, реализуется в виде прочного связывания субстрата с ферментом. Из диаграммы, представленной на рис. 44, видно, что в комплексе Михаэлиса (или ацилферменте) реализуется в виде свободной энергии связывания E-R лишь инкремент свободной энергии сорбции, отражающий перенос субстрата из воды в неводное окружение (в среду белковой глобулы), равный АО кстр [см. также уравнение (4.29)]. Для объяснения этих фактов следует допустить, что гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие идет в две стадии 1) образование фермент-субстратного комплекса протекает по механизму (4.19), который не противоречит данным по солевому эффекту (на их основании он был и предложен), и термодинамические закономерности его согласуются с уравнением (4.29). Этот механизм также предполагает вытеснение нескольких молекул воды из [c.155]

Известно [17], что неконкурентное ингибирование ферментативной активности а-химотрипсина борной кислотой обусловлено взаимодействием ингибитора с имидазольной группой остатка гистидина-57 активного центра фермента. В табл. 20 приведены результаты совместного воздействия борной и н-гексилборной кислот на кинетику гидролиза анилидного субстрата, катализируемого а-химотрипсином [18]. Определить, принимает ли гистидин-57 активного центра фермента участие в связывании н-гексилборной кислоты. [c.97]

В последнее время работами Хесса с сотрудниками [5—7] на примере а-химотрипсина был развит новый метод изучения кинетики начальных стадий ферментативных реакций, получивший название метода вытеснения профлавина . Метод основан на том факте, что краситель профлавин (3,6-диаминоакридин) при связывании с а-химотрипсином в водном растворе изменяет свой спектр поглощения в ультрафиолетовой области. Величина разностного спектра поглощения, имеющего максимальное значение при длине волны 465 нм, пропорциональна -концентрации комплекса фермент-профлавин. Введение в систему фермент-профлавин субстрата, конкурирующего с красителем за связывание на активном центре а-химотрипсина, приводит к двум последовательным процессам вытеснения профлавина. Первый, очень быстрый процесс, заключается в обратимом вытеснении красителя из комплекса его с ферментом за счет образования нековалентного фермент-субстратного комплекса. Второй процесс, времена прохождения которого лежат обычно в пределах разрешения установок типа остановленной струи , вызван химическим взаимодействием субстрата с ферментом (например, образованием ацилферментного промежуточного соединения), что приводит к дополнительному уменьшению концентрации комплекса фермент-профлавин. Изучение кинетики второго процесса при различных концентрациях субстрата в дополнение к изучению кинетики ферментативной реакции в стационарном режиме позволяет сделать заключения о стадийности изучаемой реакции, а также найти значения констант скоростей промежуточных стадий ферментативной реакции. [c.188]

Эффективность нековалентного связывания аниона гидрокоричной кислоты с а-химотрипсином зависит от ионизационного состояния а-аминогруппы остатка изолейцина-16 активного центра фермента [3]. Вычислить теплоту ионизации этой группы на основании данных табл. 1. [c.252]

Температурная зависимость константы диссоциации группы, контролирующей связывание гидрокоричной кислоты с а-химотрипсином. Условия опыта ионная сила 0,2М (Na I) конц. фермента 2 10- М конц. гидрокоричноА кислоты [c.253]

Непродуктивное связывание предотвращает гидролиз пептидов, состоящих из нежелательных о-аминокислот. Пептиды, состоящие из D-аминокислот, также могут прочно связываться химотрипсином. Однако в этом случае образуется сравнительно малореакционноспо-собный фермент-субстратный комплекс, поскольку расщепляющаяся связь не ориентирована должным образом относительно каталитического центра [629] таким путем свободная энергия связывания расходуется на ингибирование реакции с аналогом субстрата, которая могла бы привести к нежелательным продуктам. Непродуктивное связывание, по-видимому, является общим механизмом, обеспечивающим специфичность фермента [630, 631]. [c.248]

Эксперименты по фиксации интермедиатов являются, таким образом, весьма мощным приемом в работе по изучению механизмов действия ферментов, и борогидрид был использован в ряде случаев для регистрации таких интермедиатов. Мы не можем, однако, ожидать, что неспецифичный реагент обычно будет способен вмешиваться в химию процессов фермент-субстратного комплекса. Борогидрид — особый случай, так как это очень маленькая молекула, почти такого же размера и формы, как Н2О. Ферменты обычно способны оставлять посторонние молекулы вне активного центра. Наилучший способ поместить реагент в активный центр — это замаскировать его под субстрат, т. е. использовать аналог субстрата, располагающий структурными особенностями, необходимыми для связывания, но несущий также функциональную группу, предназначенную для необратимой реакции с группами активного центра. (Поэтому такие реагенты пригодны больше для идентификации функциональных групп активного центра, чем для регистрации интермедиатов.) Далее мы детально опищем подход с применением аналогов субстратов, используя некоторые из многочисленных примеров, доступных из работ по химотрипсину. [c.481]

Этот фермент [46] катализирует гидролиз пептидных амидных связей, особенно включающих такие аминокислотные остатки, как фенилаланин и триптофан, т. е. содержащих ароматические боковые группировки. Эта особенность химотрипсина связана с тем, что он содержит центр связывания, специфичный к таким группировкам (см. разд. 24.1.3.3). Фермент обладает довольно широкой специфичностью и может также катализировать гидролиз амидных и сложноэфирных связей многих более простых соединений, включая производные /У-толуол-и-сульфонилфенилаланина (Л -тозилфе-нилаланина). Реакция схематично представлена структурой (26) ароматический остаток связывается таким образом, что карбонильная группа амида располагается вблизи каталитической группы (или групп) активного центра. [c.482]

Трехмерные структуры, теперь известные для некоторых из-этих сериновых протеиназ (трипсин, химотрипсин, эластаза), показывают, что они имеют одинаковое пространственное строение активного центра с системой переноса заряда, аналогичной найденной у химотрипсина (см. рис. 24.1.14). Этот факт, возможно,, не удивителен, так как, по-видимому, все эти ферменты происходят от общего предшественника. Логическим продолжением явилось бы развитие эффективного каталитического механизма после эволюции субстратной специфичности, поэтому ферменты, следующие друг за другом в эволюционной цепи, должны иметь одинаковый каталитический участок, но различное строение центроа связывания и, возможно, других участков молекулы. [c.490]

Цистеиновые протеиназы [65] очень сходны с сериновыми. Объектом большинства работ служил папаин. В настоящее время известна трехмерная структура этого фермента [66]. Папаин состоит из одной полипептидной цепи почти того же размера (212 остатков), что и у химотрипсина, с характерной глубокой впадиной , содержащей участок связывания субстрата. Папаин инактивируется иодуксусной кислотой, которая, как известно, алкилирует тиоловые группы. Так как шесть из семи остатков цистеина фермента связаны в дисульфидные мостики, в реакции принимает участие единственная свободная HS-rpynna цистеина-25. Имеется убедительное доказательство образования ацилфермент-ного интермедиата как и в случае химотрипсина, можно приготовить циннамоилпапаин. Последующий его гидролиз проходит без осложнений, вносимых на стадии ацилирования [67]. Более того, УФ-спектр ацилфермента, полученный в реакции папаина с тиоэфиром (42), соответствует ожидаемому спектру дитиоэфира (43) [68]. [c.498]

Фактором, определяющим силу взаимодействия между двумя молекулами, возможно, даже более важным, чем водородная связь или электростатическое притяжение, является гидрофобное связывание [8,84]. Молекулы или части молекул, недостаточно сольватируемые водой, разрушают сеть водородных связей, составляющую структуру растворителя. Это разрушение снижается в случае сближения таких молекул, в результате чего уменьшается общая площадь контакта неполярной поверхности с водой. Углеводороды, например, образуют отдельную вторую фазу, в то время как детергенты, обычно представляющие собой длннноце-почечные углеводороды с полярными группами с одного конца, образуют мицеллы [9]. Последние представляют собой шарообразные агрегаты молекул с заряженными концевыми группами на поверхности, сольватпрованными водой и с углеводородными цепочками внутри, в контакте только друг с другом. Маленькие неполярные участки или полости на поверхности белка также слабо сольватированы водой, однако они не контролируют состояния агрегации молекулы в целом. Эти участки могут, однако, взаимодействовать с гидрофобными молекулами или частями молекул близкого размера, соединяясь с ними, в результате чего уменьшается общая площадь контакта неполярной поверхности с водой, как это указано выше. При обсуждении трехмерной структуры химотрипсина уже рассматривался пример такого рода (см. с. 488). Вблизи активного центра этого фермента располагается образованный гидрофобными группами карман [46], размер которого позволяет связыванию в нем индольного бокового радикала остатка триптофана. Сам индол прочно связывается в этом кармане (энергия связывания 60 кДж-моль ) [88]. Селективность действия химотрипсина в отношении той или иной пептидной связи в большой степени определяется комплементарно-стью соответствующего бокового радикала аминокислоты этому гидрофобному карману. [c.505]

В обоих случаях ароматическое кольцо субстрата связывается в полости циклодекстрина, причем ориентация связывания контролируется трег-бутильной группой. Для пара-соединения (55) окружение оказывает незначительный эффект, но в случае метазаместителя 0-ацетильная группа оказывается сближенной с 2-и 3-гидроксигруппами циклодекстрина. При достаточно высоких значениях pH будет время от времени происходить ионизация этих групп и образующийся алкоксид-анион будет осуществлять нуклеофильную атаку сложноэфирной группы, с легким освобождением уходящей фенолятной группы (56). Ацильная группа, таким образом, переносится на циклодекстрин, образуя интермедиат (как и в случае любого нуклеофильного катализатора, от ацетата до химотрипсина), который должен гидролизоваться на второй, особой стадии. При использовании хромофорной ацильной группы этот интермедиат можно идентифицировать. [c.509]

Реализация указанного подхода требует длительного времени, однако он весьма ценен, так как дает информацию о связывании субстрата в условиях нормального функционирования фермента. Этот подход все же не может дать детальных сведений о взаимодействии групп, участвующих в связывании, подобных тем, какие стали доступными в последние годы благодаря рентгеноструктурным данным. Рентгеноструктурные исследования обычно неприменимы к фермент-субстратным комплексам, поскольку времена жизни последних слишком малы, и должны поэтому проводиться на неработающих ферментах. Однако рентгеноструктурные данные, полученные для комплексов ферментов с ингибиторами или плохими субстратами, дали большой объем информации о деталях связывания малых и больших молекул ферментами, который в удачных случаях можно безусловно перенести на связывание субстрата. Структура комплексов химотрипсина с Л -формилтриптофаном и Л -формилфенилаланином (60) и (61) (Х = ОН, продукты гидролиза специфических субстратов) почти наверняка близка к соответствующим фермент-субстратным комплексам (60), (61) (X —NHR), так как фермент катализирует обмен 0 с карбоксильной группы Л -ацильных производных этих соединений в растворитель — воду [99]. [c.512]

Определяющим структурным требованием к хорошему субстрату или ингибитору химотрипсина является наличие аромати-чеекой группы R в (58) . Центр связывания этой группы можно легко распознать в трехмерных структурах комплексов фермента. [c.512]

Изучение случаев, в которых при связывании субстрата изменяется геометрия каталитического участка, часто является более легкой задачей. Простой, но примечательный пример представляет эффект ингибиторов химотрипсина на скорость гидролиза ацетилфермента. Ацетильная группа слишком мала, чтобы достигать гидрофобного кармана с серина-195, поэтому связывание в данном случае неспецифично. В то же время, если ацильная группа принадлежит субстратной аминокислоте и ее боковой ра- [c.516]

Все данные, обсуждавшиеся в этом и предыдущем разделах, с очевидностью показывают, что процессы связывания и катализа взаимозависимы сложным образом. Например, утверждение, что наилучщими субстратами являются наиболее прочно связывающиеся соединения, неверно. Трисахарид очень хорошо связывается лизоцимом, производные D-аминокислот — химотрипсином, однако оба они субстратами не являются первый из них связывается не в том месте, а вторые — не в той ориентации. Более того, индуцируемое при связывании напряжение в молекуле субстрата может повышать скорость каталитической реакции, понижая в то же время эффективность связывания. Приводились данные такого рода в поддержку предположения, что каталитическая эффективность фермента, по крайней мере частично, зависит от его способности связывать субстрат в переходном состоянии более прочно, чем в основном состоянии [145]. Последнее может иметь место из-за невыгодных взаимодействий между ферментом и субстратом в основном состоянии, снимающихся, как в случае лизоцима, в переходном состоянии. Другой причиной этого явления может быть действительное хорошее положительное связывание переходного состояния. Только последняя ситуация непременно приводит к более эффективному катализу [140], хотя при правильных условиях обе приводят к одинаковому результату. [c.532]

Получены экспериментальные доказательства наличия в активном центре химотрипсина двух остатков гистидина и остатка серина, схематически представленных в трехмерной структурной модели предшественника этого фермента (рис. 4.3). Выявление химической природы и вероятной топографии групп активного центра—проблема первостепенной важности. Она сводится к определению природы аминокислот, их последовательности и взаиморасположения в активном центре. Для идентификации так называемых существенных аминокислотных остатков используют специфические ингибиторы ферментов (часто это субстратподобные вещества или аналоги коферментов), методы мягкого (ограниченного) гидролиза в сочетании с химической модификацией, включающей избирательное окисление, связывание, замещение остатков аминокислот и др. [c.123]

По данным [1031, в отличие от [101], некоторые другие органы крыс также способны в незначительной степени связывать диазепам. Немеченый диазепам и другие бенздиазепины вытесняли его радиоактивный аналог, который был связан с митохондриями печени, почек и легких крыс. Вещество Ro 4884, которое очень слабо вытесняло диазепам, связанный с мембранами мозга, обладало чрезвычайно выраженной способностью вытеснять диазепам, связанный с митохондриями почек. В то же время клоназепам — сильный ингибитор взаимодействия диазепама с мембранами мозга — слабо влиял на сродство последнего к митохондриям почек. Специфическое связывание Н-диазепама с препаратами толстого и тонкого кишечника, а также скелетных мышц не выявлено. Трипсин химотрипсин полностью подавляли специфическое связывание диазепама с препаратами мозга и почек. Таким образом, рецепторы для бенздиазепинов отличаются от всех известных в мозгу рецепторов, с которыми взаимодействуют нейромедиаторы. [c.263]

Компенсационный эффект свойствен ферментативным процессам. Так, при гидролитическом расщеплении эт-илового эфира Ы-ацетил-Е-триптофана химотрипсином АР очень мало, а ДЯ и Д5 велики. В сущности, почти все данные, пр 1веденные в последних трех столбцах табл. 6.2, свидетельствуют о компенсации. Связывание ряда ингибиторов ацетилхолинэстеразой также сопровождается компенсацией — ДЯ варьирует в этих процессах от —7 до +2 ккал/моль, а Д5 от —10 до - -20 кал/моль-град [26. Если здесь справедливо предположение об определяющей роли воды, то нужно установить, как влияет на поведение белковых молекул окружающая водная структура. Ламри и Ражендер считают, что связь белка с водой проявляется в изменении объема белковой молекулы в ходе реакции. Как будет показано в 6.5 и 6.7, ферментативная активность зависит от конформационных превращений белка и, тем самым, глобулы могут изменять свой объем. Изменение энергии водно-белковой системы можно представить в виде [c.372]

Так, у эстераз и эстеролитически активных протеиназ определено наличие в активном центре функционального остатка Сер, который подвергается ацилированию на промежуточной стадии процесса. Активный серил фигурирует в псевдохолинэсте-разе, фосфоглюкомутазе, в химотрипсине и трипсине и в ряде других ферментов. На рис. 6.7 изображена схема связывания субстрата ацетилхо-лина ацетилхолинэстеразой (АХЭ) и схема ингибирования ее активности при высокой концентрации субстрата [32]. В эсте-разный участок АХЭ входят нуклеофильная группа V и смежная с ней диссоциирующая кислотная Рис. 6.9. Схема действия креатинкиназы. группа НХ. Ацильный ос- Переходное состояние, [c.375]

Можно думать, что в ФСК отбираются те конформации белка и субстрата, которые находятся в структурном соответствии друг с другом, обеспечивающем оптимальное значение свободной энергии взаимодействия [64, 65]. Структурное соответствие при образовании ФСК можно считать динамическим, индуцируемым. Таким образом, при образовании ФСК могут происходить изменения реальных конформаций белка и субстрата или одного из них. Васлов и Доэрти констатировали наличие конформационных эффектов при связывании химотрипсином молекул субстратов и конкурентных ингибиторов [66]. Структурное соответствие в ФСК до некоторой степени подобно соответствию в гетерогенном катализе (см. стр. 359). Исходя из своей мультиплетной теории, Баландин предложил качественную схему структурного соответствия фермента, кофермента и субстрата [67, 68]. [c.387]