Белок определение метод колориметрические

Для количественного определения белка используют колориметрические и спектрофотометрические методы, в некоторых случаях пользуются определением белка по содержанию общего азота в препарате. [c.29]

Наиболее распространенным колориметрическим способом определения белков является метод Лоури и др. [90] с использованием реактива Фолина. В реакции с этим реактивом получают синее окрашивание в результате взаимодействия белка с ионом меди в щелочном растворе (биуретовая реакция) и восстановления фос- [c.356]

Колориметрический метод определения количества белка по биуретовой реакции. Этим методом непосредственно определяют количество белка в растительных продуктах, используя цветную реакцию белка, обработанного концентрированным раствором щелочи с USO4. Белок исследуемого образца (муки, зерна и т. п.) переводят в раствор, с которым проводят биуретовую реакцию. Эта реакция характерна для пептидной связи, она получила свое название от производного мочевины — биурета, образующего с щелочным раствором USO4 комплексное соединение фиолетового цвета. [c.54]

Пептиды и белки обладают сильным избирательным поглощением в области 210—220 нм. Однако при этом нельзя работать в буферных растворах, включающих карбонил со держащие соединения. Еще более чувствительным является определение пептидов при 192—194 нм, однако при измерении в этой области можно использовать лишь водные растворы фторидов щелочных металлов. По этой причине спектрофотометрическое определение белков в области ниже 210 нм используется крайне редко (лишь в специальных случаях ГПХ). По чувствительности определение белков при 210 нм сопоставимо с колориметрическим методом Лоури, Например, сывороточные белки определяли в концентрации 2 мкг/мл [79]. Поглощение при 210 нм характерно для пептидной связи, и, следовательно, белки имеют одинаковые коэффициенты экстинкции (табл. 35.8). [c.457]

Для определения содержания иммобилизованного белка можно в принципе использовать все известные методы, применяющиеся при работе с растворимыми белками. Однако из-за светорассеяния, характерного для гелей агарозы, быстрого оседания их частиц, а также адсорбции красителей на гелях в определение содержания белка внесены отдельные модификации. Могут быть рекомендованы спектрофотометрический и колориметрический методы. [c.84]

При определении белка в лекарственных препаратах при помощи колориметрических методов предварительно строят калибровочный график с использованием стандартного образца белка, указанного в частных статьях (бычьего сывороточного альбумина, сывороточного альбумина человека или аминокислоты тирозина). [c.30]

В растворе миозина проводят определение белка одним из колориметрических методов (с. 81) и определяют активность фермента. [c.393]

Триптофан обычно определяют в белках, которые пе подвергались гидролизу [165, 186]. Однако в последнее время были сделаны попеки стабилизации его молекулы, а также молекулы тирозина, цистеина и метионина при помощи реакции восстановления, которой предшествовала реакция десульфурации [92]. Кроме того, был разработан количественный метод колориметрического определения аминокислот в гидролизатах, полученных при действии селенитов щелочных металлов [56]. [c.392]

Разработанные впоследствии колориметрические методы определения аминокислот сильно продвинули наши сведения об аминокислотном составе белков. Но и для осуществления этими методами требоваюсь. много времени и значительное количество вещества. [c.479]

I. Колориметрические методы определения белка [c.30]

Для количественного определения может быть использована биурето-вая реакция, хотя в случае пептидов также наблюдается положительный результат. Реакция основана на образовании фиолетового медного комплекса, интенсивность окраски которого (540 — 560 нм) может быть измерена колориметрически. Гораздо более высокую чувствительность имеет метод Лаури [62], в котором при участии остатков Тгр, Туг и Су8 образуется комплекс белка с фосфомолибденовой кислотой и медью. Это наиболее часто применяемый колориметрический метод определения малых количеств белка. Образующийся голубой комплекс (максимум абсорбции при 750 нм) достаточно устойчив для количественного определения. В качестве стандартного белка служит сывороточный альбумин. Предел обнаруживания 5 — 10 мкг/мгл раствора. Определению по методу Лаури мешают трис- [c.355]

Кульберг Л. М. и Сойфер П.А. Быстрый колориметрический метод определения белков в однородных, богатых белками пищевых концентратах животного происхождения. Биохимия, 1947, 12, вып. 1, с. 1 — 6. Резюме на англ. яз. 7560 [c.287]

Разработанные впоследствии (к 1930 г.) методы количественного определения аминокислот, главным образом колориметрические, позволили определить до 100% аминокислотного состава белка. В последнее время для исследования состава белка стали применять новые методы химические, микробиологические, энзиматические и т. д. Среди них особое значение приобрел метод распределительной хроматографии . [c.705]

На полоску САМ толщиной 0,2—0,5 мм и шириной 2,5 см обычно наносят 0,2—1,0 мкл образца. Для стандартного разделения компонентов сыворотки с последующим фотометрическим определением используется до 3 мкл образца, содержащего 0,1—0,2 мг белка. Оптимальное количество образца зависит от метода обнаружения. Для колориметрического обнаружения после элюирования необходимо наибольшее количество образца, а для фотометрического и радиоизотопного обнаружения — наименьшее. Если проводится фотометрическое обнаружение, наименьшее количество образца требуется в тех случаях, когда [c.295]

К цветным реакциям относятся колориметрические методы, более или менее специфические для пентоз и дезоксисахаров. Эти методы рассмотрены в обзоре Дише [3]. В общем присутствие пентозосодержащих соединений не мешает определению дезоксипентозы, и наоборот. В то лее время большинство колориметрических реакций па сахар чувствительно к белкам, и результаты определения пентозы могут быть искажены наличием фурфурола, происходящего из мукополисахаридов. Желательно поэтому до [c.102]

КИСЛОТНОСТЬ СРЕДЫ. Характеризуется наличием в среде ионов водорода (Н+). К. с., обусловленная наличием свободных ионов Н+, называется активной кислотностью и определяется колориметрическими и электрометрическими методами. Но часть ионов Н+ в растворе связана с анионами. Общее количество ионов Н+ в среде определяется путем титрования щелочами. К. с., определяемая титрованием, называется титруемой или общей кислотностью. К. с. имеет важное значение в физиологических процессах растительного и животного организма. Концентрация водородных ионов в организме животных и растений во многом определяет характер обмена веществ, так как ускорители химических реакций в организме — ферменты — проявляют свое действие только при определенных значениях pH. Она влияет на состояние и функции белков. См. также Кислотность почвы. [c.133]

Возможные ошибки при определении pH колориметрическим методом. Неточности определения pH могут зависеть от солевой ошибки, обусловленной высокой концентрацией солей в растворе, изменяющей растворимость и диссоциацию индикатора от белковой ошибки, связанной с наличием в растворах белковых веществ (кровь, плазма и др.) от индикаторной ошибки, так как белки, обладающие амфотерными свойствами, взаимодействуют с кислотными и основными индикаторами, а также адсорбируют индикатор при этом происходит изменение общей концентрации его в испытуемом растворе таким образо.м, добавление значительных количеств индикаторов, которые, являясь слабыми кислотами и основаниями, могут, особенно в незабуференных растворах, изменять значение pH от температурной ошибки, зависящей от изменения константы диссоциации индикатора при колебаниях температуры так, -нитрофенол имеет при 0 С р/С = 7,30, а при 50° С рК = 6,81 с изменением температуры изменяется и pH стандартных растворов. [c.67]

Другим колориметрическим методом определения белков является метод Лоури и др. [49]. Хейвкес и др. [31] применили его [c.249]

Мы уделили проблеме определения мол. весов столько места и внимания, что в заключение главы имеет смысл оценить возможности разных методов в сравнительном аспекте. Из методов, перечисленных в табл. 7.4, мы не обсуждали лишь методы химического определения мол. веса. Химические методы сводятся к колориметрическому, титрометрическому и другим видам анализа, позволяющим оценивать наличие или отсутствие тех или иных конкретных химических групп и компонентов, составляющих макромолекулу. Если известно число таких групп, приходящееся на одну молекулу, то химический анализ дает нам возможность производить оценку путем пересчета молекул и, следовательно, дает среднечисленное значение мол. веса. К сожалению, арсенал приемов, которые можно было бы использовать для изучения белков, углеводов и других природных полимеров, невелик. Можно, в частности, указать на метод периодатного окисления, который был применен при изучении крахмала, на способ определения железа в железосодержащих белках, на метод определения рибофлавина применительно к флавопротеи-дам, содержащим известное число простетических групп. [c.448]

Колориметрическое определение. Основной метод колориметрического определения молочной кислоты в крови [99] подвергался некоторым изменениям [100]. Исследуемую кровь освобождают от белков, действуя метафосфорной кислотой, и от углеводов, действуя сульфатом меди остаток медных солей осаждают окисью кальция. Полученный раствор молочной кислоты обрабатывают чистой концентрированной серной кислотой и по охлаждении приливают к нему 0,125-процентный раствор вератрола в абсолютном спирте. Появляющаяся в присутствии молочной кислоты красная окраска колориметрируется через 20 мин. Требуется строгое соблюдение разработанных условий особенно приходится заботиться о тщательной очистке всех применяемых пипеток и стаканчиков (очистка серной кислотой), так как в загрязненной посуде вместо прозрачного светлокрасного раствора можно получить грязносерый или зеленый раствор, см. также [101, 102]. [c.250]

Существует косвенный метод подсчета вирусных частиц в образце, который позволяет определить массу каждой частицы. Этот подход особенно полезен в том случае, когда нет строгого соответствия между числом частиц и их способностью образовывать бляшки . Молекулярный вес вирусных частиц определяют методами седиментации — диффузии и светорассеяния. Умножив его на процентное содержание ДНК в вирусной частице, получают молекулярный вес ДНК. Среди методов, которые используются для определения содержания ДНК в вирусной частице, можно назвать определение фосфора (колориметрически или по величине радиоактивности P ) определение связанной с пуринами дезоксирибозы (колориметрическое) определение тимипа (но радиоактивности Н ) [16] опре-делепие ультрафиолетового поглощения (при этом допускается, что вклады ДНК и белка аддитивны) 1 109] и определение плавучей плотности ви-вируса (исходя из того же предположения). Общее содержание вируса в препарате можно определить по сухому весу, по инкременту показателя преломления [110] и исходя из суммарного содержания белка и нуклеиновой кислоты. [c.238]

Для установления количественного состава входящих в гликопротеин моносахаридов и аминокислот биополимер подвергают полному кислотному гидролизу, и состав гидролизата определяют обычными методами количественного анализа. Пептидные связи устойчивее гликозидных по отношению к кислотам, поэтому для полного расщепления на мономеры гликопротеины приходится гидролизовать в более жестких условиях, чем обычные полисахариды (6 н. НС1, 100—ПО °С, 24 ч) . Нужно иметь в виду, что как сахара, так и аминокислоты могут частично распадаться в условиях кислотного гидролиза, причем в ряде случаев можно с помощью ХОЛОСТЫХ опытов внести соответствующие поправки при анализе. Специфической для гликопептидов побочной реакцией в условиях кислотного гидролиза является возможная конденсация сахаров с аминокислотами, приводящая к окрашенной сложной смеси различных веществ, в том числе простейших карбонильных соединений (так называемая реакция Майяоа). Например, по данным Готшалка , потеря аминокислот при кислотном гидролизе богатых сахарами гликопротеинов может составлять до 30 %. Количественное определение моносахаридов проводят с использованием хроматографии, спектрофотометрической и колориметрической техники (см. гл. 14). Для анализа аминокислот применяют обычно методы, хорошо известные из химии белка. Так, количественный анализ аминокислотного состава проводят в автоматических анализаторах или с помощью газо-жидкостной хроматографии . [c.567]

В Присутствии примесей, поглощающих в ультрафиолетовой области при 260—280 нм, например компонентов нуклеиновых кислот, определение белков по поглощению при 220 нм идентично колориметрическому методу Лоури. Показано, что при этом можно работать в растворах хлористого натрия, какоди-лата, бората, фосфата натрия и калия, сульфата аммония (при концентрации выше 0,1 М), тогда как концентрация гидроокиси натрия, ацетатов, глицина, трис-буфера не должна превышать [c.458]

Определение реагента, связанного с белком, как метод анализа белков было изучено на примере фосфорно-молибденовой кислоты [190]. Связанное вещество определялось колориметрически после восстановления. Аналогичный метод был описан Керриджем [191], который прибавлял суспензию угля к испытуемому образцу и осаждал белок трихлоруксусной кислотой. Белок определялся по серому цвету смесн, образуемой углем с осадком. Финдлей [192] нашел, что метод имеет точность около 10%, что выше того, что можно было ожидать для подобного метода. Гласс [193] определял муцин в различных физиологических жидкостях по его способности связывать иод, избыток которого обратно оттитровывался. [c.36]

На точность анализа влияют также ионы некоторых металлов, в частности, меди. Для выяснения ошибки анализа к пробам со стандартными растворами альбумина объемом в 1 мл следует добавлять по 1 мл жидкой фазы пульпы, где бактерии предварительно удалены центрифугированием. К образцам добавляют по 4 мл 0,5 Н NaOH и отбирают по 1 мл на анализ. Осаждение белка и его колориметрическое определение проводят методом описанным выше. Полученные данные сопоставляют с показаниями стандартных растворов белка. Прямая пропорциональная зависимость между концентрацией белка и оптической плотностью конечного раствора соблюдается в пределах от 0,3 до 2,0 мг/мл белка в пульпе. [c.79]

Мы определили общее содержание железа в крови 10 особей моллюсков М. mus osa каждую особь исследовали дважды с помощью колориметрического метода Фишера и Прайса (Fis her, Pri e, 1964). Оказалось, что концентрация железа варьирует в пределах от 42 до 113 мкг/мл. Сначала, пытаясь охарактеризовать состояние железа в крови, мы обнаружили, что фракционирование с помощью хроматографии в агарозном геле дает единственный содержащий железо пик, соответствующий молекуле белка определенной величины. Затем путем центрифугирования в градиенте плотности сахарозы мы установили, что компоненты этого пика обладают коэффициентами седиментации, колеблющимися в широком диапазоне (от 66 до 20S). Такие свойства [c.97]

По литературным данным, одределение тирозина в продуктах гидролиза белка и других биологических материалах принято производить колориметрическим методом, основанным на применении реакции Миллона-Бернгарта. Однако в отношении пригодности данного метода определения тирозина суш,ествуют разноречивые мнения. [c.217]

Метод состоит в колориметрическом определении интенсивности окрашивания раствора образующегося при нагревании о-толуидина с глюкозой в присутствии ук- сусной кислоты. Интенсивность окраски прямо пропорциональна концентрации глюкозы. Содержание глюкозы определяют в безбелковом фильтрате крови, поэтому белки предварительно осаждают 3%-ным раствором ТХУ. Метод является специфическим и дает возможность определять истинную глюкозу, так как другие редуцирующие вещества крови (глютатион, глюкуроновая кислота, аскорбиновая кислота и др.) с о-толуидиновым реактивом не дают окрашивания [c.130]

В основе чувствительного колориметрического метода определения белков в элюатах лежит биуретовая реакция, а также реакция с фенольным реактивом Фолина—Чокальто [77] в модификации Лоури [78]. Таким путем определяют белок в кон- [c.454]

Для определения белков сыворотки крови можно пользоваться несколькими методами, из которых наиболее совершенен метод электрофореза. Однако он требует наличия очень дорогих приборов значительным упрощением явился бумажный электрофорез, подробно описанный на стр. 111. Если есть возможность, следует им и пользоваться. Наиболее быстрым методом суммарного определения белков сыворотки является рефрактометрический метод, требующий к тому же очень мало материала для исследования. Он тоже описан на стр. 100. Но наиболее широко распространен в настоящее время колориметрический способ по Вольфсон, Кон, Калвери, и Ишиба. Предложившие его авторы указывали, что полученные этим способом данные совпадают с получаемыми электрофоретически. Последнее время появились указания, что это не совсем верно, однако, предложенный этими авторами способ, позволяющий быстро разделить белки сыворотки на 4 основных компонента, все же является чрезвычайно ценным и вполне заслуживает то широкое распространение, которое он получил. [c.159]

Примечание. Как мы установили, описанньп выше метод позволяет получать удовлетворительные н сходящиеся результаты с большим числом белков, значительно различающихся по аминокислотному составу н по степени чистоты. Однако следует помнить, что для определения основных аминокислот нельзя установить постоянных правил. Часто оказывается необходимым изменять условия эксперимента вследствие специфических особенностей. Напрпмер, если содержание в белке одной или нескольких основных аминокислот невелико, то для анализа полезно применять больщие количества белка или комбинировать микро-метод Косселя со специфическими колориметрическими методами, вписанными ниже. Разработанное нами видоизменение метода Косселя позволяет двум работникам проводить 2 полных определения аргинина, гистидина и лизина в течение примерно 12 час. При этом единственной аппаратурой, которая встречается не [c.31]

Чувствитаяьный метод, в основе которого лежит колориметрическая реакция с фенольным реактивом Фолина — Чокальтеу [1 ], очень широко используется для определения отдельных белков, а также для контрольного анализа вытекающих из колонок элюатов, которые содержат много различных белков. Детали, приведенные ниже, взяты в основном из метода Лоури и др. [2], однако для получения более стабильного реактива Б вместо виннокислого натрия используется лимоннокислый натрий [3]. [c.265]

Примечание. Этот метод, которым пользовались авторы, открывшие триптофан, имеет не только исторический интерес. Поль, зуясь И.М, авторы выделили из казеина 1,5% триптофана. Это количество совпадает с теми, которые получены в ряде колори-метрически.х определений или выше. Только один исследователь (Дэкин [183]) получил более высокие результаты, выделив из казеина 1,7% триптофана. В обоих случаях пользовались техническим трипсином. Гопкинс и Коле [307] употребляли на 1 кг казеина 400 мл панкреатического сока. Дэкин [183] не указывает количества взятого экстракта панкреаса. Есть основания полагать, что в течение столь длительного переваривания (7—14 дней) в значительной степени гидролизуются белки панкреаса. Выделявшийся при этом триптофан считали за триптофан казеина. Наличие в панкреасе 1,4% триптофана, может быть, является причиной того, что из казеина выделяют больше триптофана, чем определяют наиболее точными колориметрическими методами. Для разрешения этого противоречия Шо и Мак-Фарлен [577] гидролизовали казеин трипсином. Но после гидролиза им удалось выделить менее 1% триптофана. Эта величина лишь немногим ниже устаксвленной колориметрически. [c.115]

Прямые методы. 1. Сырую биомассу определяют после осаждения клеток центрифугированием. После центрифугирования отмытых клеток можно определить сухую массу. Оба метода не свободны от довольно больших систематических ошибок. 2. Гораздо большую точность обеспечивает определение общего азота (метод микро-Кьельдаля и микродиффузионный метод определения аммиака), а также определение общего содержания углерода (по ван Слай-ку-Фолчу). 3. В повседневной практике часто определяют содержание бактериального белка. Хорошие результаты дают модификации биуретового метода и другж колориметрические методы. Микрометоды основаны на измерении количества характерных компонентов белка тирозина, триптофана (по Лоури или Фолину). [c.192]

Соединения, содержащие 2,4-динитрофениламиногруппу, при действии NaBHi дают интенсивное красное окрашивание. Это -может быть использовано для колориметрического определения таких соединений. Метод нашел применение в химии пептидов и белков для анализа аминокислот [2310]. [c.546]

Щелочной гидролиз и определение триптофана. Триптофан при кислотном гидролизе белка распадается почти полностью и поэтому для его определения, как правило, проводится отдельный анализ с щелочным гидролизом. Ранее для определения триптофана в щелочном гидролизате широко использовались многочисленные модификации колориметрического метода, основанного на реакции триптофана с пора-диметнламинобензальдегидом [7, 17, 42, 68]. Однако этот ме тод применим лишь при определении триптофана в чистых растворах и в какой-то мере в гидролизатах чистых белков, В случае использования его для определения триптофана в гидролизатах пищевых продуктов среда окрашивается в rpflSHOBato-зеленые тона, соверщенно не сопоставимые с ярко-синим стандартом [47]. [c.191]

На САМ удобно оценивать количественно содержание фракций. САМ, предназначенную для колориметрических определений, пропитывают парафиновым маслом, например Shell Whitmore Oil 120, или уксусной кислотой, при этом САМ становится прозрачной, и на ней можно измерять поглощение и отражение. Поскольку САМ растворима в ряде органических растворителей, при проведении некоторых количественных определений можно использовать это ее свойство. Полученные растворы можно анализировать, колориметрически или сцинтилляционным методом. Для иммуннодиффузии и иммуноэлектрофореза САМ можно применять даже без агара. Разделяемые на САМ соединения, как правило, дают узкие зоны, что позволяет для большинства типов разделений уменьшить общую длину пути до 6—12 см. Миграция на меньшее расстояние приводит к сокращению длительности электрофореза и меньшему уширению зон под влиянием диффузии. В результате разделение, например, сывороточных белков можно осуществить при градиенте поте.ч-циала в 20—25 В/см за 60—90 мин. [c.293]

Для определения качественного и количественного состава аминокислот белка дрожжей, активного ила и других биомасс предназначен метод, основанный на колориметрическом определении количества каждой аминокислоты, выделенной хромато-графией на бумаге. Мономерные аминокислоты определяют после их экстракции из пробы горячей водой. Полимерные аминокислоты, составляющие макромолекулы белка, предварительно гидролизуют [75]. Для выделения аминокислот проводят нисходящее, многократное хроматографирование двумя растворителями. Проявителем служит слабокислый раствор нингид-рина, который с аминокислотами дает сине-фиолетовое соединение (ДИДА) по уравнению [c.217]

Недостаточная чувствительность, особенно для малых концентраций, влияние разноофаэных примесей (белков, сульфатов и т. п.), длительность определений характерны для современных методов аналитического определения ПАВ в сточных водах. При анализе осадков сточных вод эти недостатки усугубляются, и определить концентрацию неионогенных ПАВ на активном иле в ряде случаев не удается. Колориметрическим методом с метиленовой синей не определяются анионные ПАВ с алкильными цепями длиной менее Сб—С и промежуточные продукты распада ПАВ. Чувствительность колориметрических методов определения неионогенных ПАВ также снижается с уменьшением длины оксиэтилированной цепи. Соединения с тремя-че-тырьмя молями окиси этилена и менее не дают окрашенных комплексов. [c.16]

Если определяется растворимый в кислотах или неорганический фосфор в цельной крови или в эритроцитах, то нужно осадить белки без предварительного лакирования кислым осадителем (20%-ная трихлоруксусная кислота), чтобы избегнуть гидролиза органических эфиров фосфорной кислоты. При определении неорганических фосфатов в фильтрате нужно по той же причине избегать нагревания и работать возможно быстро. Поэтому при определении неорганического фосфора в цельной крови или эритроцитах хороший для сыворотки способ Бенедикта менее подходит, чем колориметрический метод Бриггса, не требуюший нагревания. [c.279]

В клинических лабораториях. Так как ни гемоглобин, ни оксигемоглобин не являются стойкими соединениями, они не могут быть использованы в качестве стандартов. Часто в качестве стандарта применяют раствор кислого гематина, имеющий коричневую окраску. Исследуемая кровь при этом методе предварительно смешивается с разведенной соляной кислотой. Необходимо, однако, отметить, что указанный метод дает часто ошибочные данные в связи с помутнением растворов вследствие постепенной флокуляции пигмента. Это помутнение означает, что падающий на раствор свет не только поглощается, но и рассеивается [209]. Помутнение растворов может быть обусловлено также липидами крови [210] или флокуляцией белков плазмы [211]. Более надежные результаты получаются при колориметри-ровании щелочных растворов, наилучшим же методом является колориметрическое или фотометрическое определение цианида метгемоглобина [212], образующегося при прибавлении к крови соляной кислоты и цианистого калия [213]. Этот метод был испытан в различных лабораториях, и полученные результаты оказались очень хорошими [214]. Большим преимуществом этого метода является также то, что можно использовать в качестве стандарта циангематин, который имеет такую же окраску и такой же спектр поглощения, как и цианид метгемоглобина. Хорошие результаты при определении гемоглобина дает также газовый метод Ван-Слайка. Содержание гемоглобина в крови нормальных людей при определении указанными методами оказалось равным 15,7—16,1% [215]. Метгемоглобин в присутствии гемоглобина может быть определен путем насыщения крови кислородом или окисью углерода до и после восстановления крови дитионитом (Ыа23204) [216]. Эта соль является одним из немногих восстановителей, которые могут быть использованы для превращения оксигемоглобина или метгемоглобина в гемоглобин, так как большинство других восстановителей одновременно необратимо денатурируют глобин. Однако некоторым недочетом этого метода является то, что небольшие количества неактивного пигмента , не способного присоединять кислород, также превращаются при действии N328204 в гемоглобин [217]. Очень малые количества кислорода и оксигемоглобина могут быть определены полярографическим методом [218]. Карбоксигемоглобин и метгемоглобин можно определять также путем спектрофотометрии в инфракрасном свете [219]. Спектрофотометрические методы применяются и тогда, когда необходимо определить какое-либо производное гемоглобина, находящееся в смеси с другими его производными [171, 220]. [c.255]

В работе при определении свободных аминокислот и аминокислот белка был использован метод хроматографии на бумаге (Пеккер, 1971), а при определении форм азота — колориметрический метод (Калинин, Ястрембович, 1953). [c.70]